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Torção no DNA de dupla hélice

Torção no DNA de dupla hélice



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O DNA tem um esqueleto de açúcar desoxirribose - fosfato com as bases purina e pirimidina, adenina, citosina, timina e guanina conectadas ao açúcar desoxirribose. (As moléculas de açúcar-base são nucleosídeos, e aquelas com fosfato, nucleotídeos.) Na estrutura de dupla hélice do DNA, as duas fitas são torcidas e conectadas por ligações de hidrogênio entre as bases.

Como essa "torção" é criada na célula e por que é necessária?


Primeiro, sua descrição é precisa. A única crítica pedante que eu faria é que o termo técnico para nucleotídeos no DNA é desoxirribonucleotídeo.

Em segundo lugar, não quero dizer que o DNA não helicoidal nunca ocorre, uma vez que a estrutura de qualquer macromolécula é dinâmica, mas estou evitando especificamente exceções à regra para evitar confundir a questão.

A estrutura helicoidal do DNA é uma forma de baixa energia que torna sua formação termodinamicamente favorável. As ligações químicas no DNA (e em todas as moléculas) têm flexibilidade conformacional, o que significa que a molécula como um todo pode adotar estruturas diferentes. Se você imaginar duas fitas de DNA unidas por ligações de hidrogênio, mas em uma forma reta e não helicoidal, você pode simplesmente torcer as fitas em torno de seu eixo central para formar uma estrutura helicoidal. Essa torção é permitida devido à flexibilidade conformacional das ligações químicas. A estrutura helicoidal é mais estável do que a forma "reta" (por causa das interações de empilhamento de base) e, portanto, se forma espontaneamente. Lutei em vão para encontrar uma boa animação disso, mas não consegui. Você pode folhear este vídeo para ver um exemplo do que estou falando. É sutil, mas você pode ser capaz de ver, ou conceituar, que conforme os dois fios são torcidos, as bases adjacentes de um fio ficam mais próximas. Isso permite estabilizar as interações entre as bases adjacentes, o que favorece a formação espontânea da hélice (discuto isso brevemente no final de outra resposta).

Quanto à frequência com que os "degraus ocorrem", isso depende da geometria da hélice específica. No DNA da forma B, a geometria pensada para ocorrer predominantemente na Vivo, a hélice completa uma volta completa aproximadamente a cada 10,5 bases e o espaçamento entre as bases adjacentes é de ~ 3,4 Å, conforme mostrado abaixo:


Um ponto chave para alguém que chega à biologia estrutural de outro discípulo é entender a termodinâmica básica subjacente ao conceito de estrutura "estável". Isso é descrito em um capítulo introdutório de Berg et al. conectados. Embora seja estritamente necessário considerar a entropia do sistema total, em muitos casos o fator mais importante é a (Gibbs) Energia Livre de uma estrutura. Se compararmos duas (ou mais) estruturas, a mais estável termodinamicamente é aquela com a energia livre mais baixa.

Os fatores que contribuem para um estado de baixa energia livre em uma estrutura ('estabilizando-a') são a presença de ligações químicas e a falta de repulsão estérica ou eletrostática. A estrutura em dupla hélice é estabilizada por ligações de hidrogênio entre as bases das fitas opostas e por interações de empilhamento entre os anéis aromáticos acima e abaixo um do outro na hélice. Isso é mencionado por @canadiener, embora a perspectiva de seu diagrama não seja ideal para mostrar o empilhamento. O quadro (a) do meu diagrama abaixo mostra a hélice de DNA 'de cima' com as bases de purina vermelhas, as bases de pirimidina azuis e o esqueleto de fosfato de açúcar branco. (O quadro (b) mostra as ligações de hidrogênio como linhas quebradas entre as bases, embora a metade azul não apareça bem.)

A razão para a 'torção' que é a base da hélice no DNA é simplesmente que ela é parte da estrutura que permite a ligação de hidrogênio mais forte e o empilhamento de bases com a menor quantidade de repulsão estérica ou eletrostática. Essa será a estrutura com a menor energia livre.

[Veja também a descrição da dupla hélice em Berg et al., que inclui um diagrama de empilhamento de base. Eu aconselharia muito consultar os textos de bioquímica e biologia molecular on-line no NCBI Bookshelf para material padrão, em vez da Wikipedia. A bolsa de estudos, arbitragem e consistência do último são geralmente muito maiores.]


A simples torção do DNA determina o destino da placenta

O desenvolvimento da placenta de mamíferos depende de uma torção incomum que separa a dupla hélice clássica do DNA em uma forma de fita simples, relatam pesquisadores de Yale em 15 de julho no jornal Natureza.

A equipe de Yale também identificou o regulador molecular que atua sobre essa fita única para acelerar ou interromper o desenvolvimento da placenta, uma descoberta com implicações não apenas para doenças da gravidez, mas também para a compreensão de como os tumores cancerígenos proliferam.

"O tecido da placenta cresce muito rápido, estimula a formação de vasos sanguíneos e invade os tecidos vizinhos, como um tumor", disse o autor sênior Andrew Xiao, professor associado de genética e pesquisador do Yale Stem Cell Center. "Ao contrário de um tumor, no entanto, a placenta cresce de maneira precisa, coordenada e bem controlada."

No estágio inicial do desenvolvimento fetal, dois processos interligados começam simultaneamente. À medida que o ovo fertilizado começa a desenvolver células especializadas da nova vida, outro conjunto de células começa a produzir vasos sanguíneos na placenta para nutrir o feto em crescimento.

"Em muitos aspectos, a gravidez é como um estado prolongado de inflamação, pois a placenta invade constantemente o tecido uterino", disse Xiao.

O DNA das células que formarão a placenta em crescimento compartilha uma característica incomum - a dupla hélice começa a se torcer. A torção resultante faz com que certas seções do genoma se dividam em uma única fita. Embora as sequências primárias do DNA sejam as mesmas entre a placenta e o embrião, a estrutura diferente do DNA entre os dois ajuda a determinar o destino das células.

A equipe de Yale liderada por Xiao descobriu que o crescimento da placenta é então regulado pela sexta base do DNA, a N6-metiladenina. Esta base estabiliza as regiões de fita simples do DNA e repele SATB1. SATB1 é uma proteína crítica para a organização da cromatina, o material que compõe os cromossomos.

Placentas sem N6-metiladenina crescem incontrolavelmente, enquanto placentas com níveis anormalmente altos de N6-metiladenina desenvolvem graves defeitos que eventualmente interrompem o desenvolvimento do embrião, descobriram os pesquisadores.

As descobertas podem ajudar os pesquisadores a desenvolver novas terapias para condições como a pré-eclâmpsia na gravidez, bem como certos tipos de câncer caracterizados pela atividade de fitas únicas de DNA, disseram os pesquisadores.

A pesquisa foi financiada principalmente pelo National Institutes of Health e pela Ludwig Family Foundation. Uma equipe de pesquisadores liderada por Haitao Li na Universidade de Tsinghua também contribuiu para este estudo.


Conteúdo

O modelo de dupla hélice da estrutura do DNA foi publicado pela primeira vez na revista Natureza por James Watson e Francis Crick em 1953, [5] (coordenadas X, Y, Z em 1954 [6]) com base no trabalho de Rosalind Franklin e seu aluno Raymond Gosling, que tirou a imagem crucial de difração de raios-X do DNA rotulado como "Foto 51", [7] [8] e Maurice Wilkins, Alexander Stokes e Herbert Wilson, [9] e informações químicas e bioquímicas de emparelhamento de bases de Erwin Chargaff. [10] [11] [12] [13] [14] [15] O modelo anterior era DNA de fita tripla. [16]

A constatação de que a estrutura do DNA é a de uma dupla hélice elucidou o mecanismo de pareamento de bases pelo qual a informação genética é armazenada e copiada em organismos vivos e é amplamente considerada uma das descobertas científicas mais importantes do século XX. Crick, Wilkins e Watson receberam cada um um terço do Prêmio Nobel de Fisiologia ou Medicina de 1962 por suas contribuições para a descoberta. [17]

A hibridização é o processo de ligação de pares de bases complementares para formar uma dupla hélice. A fusão é o processo pelo qual as interações entre as fitas da dupla hélice são quebradas, separando as duas fitas de ácido nucléico. Essas ligações são fracas, facilmente separadas por aquecimento suave, enzimas ou força mecânica. A fusão ocorre preferencialmente em certos pontos do ácido nucléico. [18] T e UMA regiões ricas são derretidas mais facilmente do que C e G regiões ricas. Algumas etapas de base (pares) também são suscetíveis à fusão do DNA, como T A e T G. [19] Essas características mecânicas são refletidas pelo uso de sequências como TATA no início de muitos genes para auxiliar a RNA polimerase na fusão do DNA para a transcrição.

A separação da cadeia por aquecimento suave, como usado na reação em cadeia da polimerase (PCR), é simples, desde que as moléculas tenham menos do que cerca de 10.000 pares de bases (pares de 10 quilobases ou 10 kbp). O entrelaçamento das fitas de DNA torna os segmentos longos difíceis de separar. A célula evita esse problema permitindo que suas enzimas de fusão de DNA (helicases) trabalhem simultaneamente com topoisomerases, que podem clivar quimicamente a estrutura de fosfato de uma das fitas para que ela possa girar em torno da outra. As helicases desenrolam os fios para facilitar o avanço das enzimas de leitura de sequência, como a DNA polimerase.

A geometria de uma base ou degrau de par de bases pode ser caracterizada por 6 coordenadas: deslocar, deslizar, subir, inclinar, rolar e torcer. Esses valores definem com precisão a localização e orientação no espaço de cada base ou par de bases em uma molécula de ácido nucleico em relação ao seu predecessor ao longo do eixo da hélice. Juntos, eles caracterizam a estrutura helicoidal da molécula. Em regiões de DNA ou RNA onde o normal estrutura for interrompida, a mudança nesses valores pode ser usada para descrever tal interrupção.

Para cada par de bases, considerado em relação ao seu predecessor, existem as seguintes geometrias de par de bases a serem consideradas: [20] [21] [22]

  • Cisalhamento
  • Esticam
  • Cambalear
  • Fivela
  • Hélice: rotação de uma base em relação à outra do mesmo par de bases.
  • Abertura
  • Mudança: deslocamento ao longo de um eixo no plano do par de bases perpendicular ao primeiro, direcionado do sulco menor para o maior.
  • Slide: deslocamento ao longo de um eixo no plano do par de bases direcionado de uma vertente a outra.
  • Subir: deslocamento ao longo do eixo da hélice.
  • Inclinar: rotação em torno do eixo de deslocamento.
  • Lista: rotação em torno do eixo do slide.
  • Torção: rotação em torno do eixo de subida.
  • deslocamento x
  • deslocamento y
  • inclinação
  • gorjeta
  • tom: a altura por volta completa da hélice.

A ascensão e a torção determinam a lateralidade e o tom da hélice. As outras coordenadas, ao contrário, podem ser zero. Deslizamento e deslocamento são tipicamente pequenos em B-DNA, mas são substanciais em A- e Z-DNA. Rolar e inclinar tornam os pares de bases sucessivos menos paralelos e são tipicamente pequenos.

Observe que "inclinação" tem sido freqüentemente usada de forma diferente na literatura científica, referindo-se ao desvio do primeiro eixo do par de bases entre fitas da perpendicularidade ao eixo da hélice. Isso corresponde ao deslizamento entre uma sucessão de pares de bases e, em coordenadas baseadas em hélice, é apropriadamente denominado "inclinação".

Acredita-se que pelo menos três conformações de DNA sejam encontradas na natureza, A-DNA, B-DNAe Z-DNA. o B acredita-se que a forma descrita por James Watson e Francis Crick predomina nas células. [23] Tem 23,7 Å de largura e estende-se por 34 Å por 10 bp de sequência. A dupla hélice dá uma volta completa em torno de seu eixo a cada 10,4–10,5 pares de base em solução. Esta frequência de torção (denominada helicoidal tom) depende muito das forças de empilhamento que cada base exerce sobre seus vizinhos na cadeia. A configuração absoluta das bases determina a direção da curva helicoidal para uma determinada conformação.

A-DNA e Z-DNA diferem significativamente em sua geometria e dimensões em relação ao B-DNA, embora ainda formem estruturas helicoidais. Por muito tempo se pensou que a forma A só ocorre em amostras desidratadas de DNA em laboratório, como aquelas usadas em experimentos cristalográficos, e em pares híbridos de fitas de DNA e RNA, mas a desidratação do DNA ocorre in vivo, e o A-DNA é agora conhecido por ter funções biológicas. Os segmentos de DNA que as células metilaram para fins regulatórios podem adotar a geometria Z, na qual as fitas giram em torno do eixo helicoidal no sentido oposto ao A-DNA e B-DNA. Também há evidências de complexos de proteína-DNA formando estruturas Z-DNA.

Outras conformações são possíveis A-DNA, B-DNA, C-DNA, E-DNA, [24] eu-DNA (a forma enantiomérica de D-DNA), [25] P-DNA, [26] S-DNA, Z-DNA, etc. foram descritos até agora. [27] Na verdade, apenas as letras F, Q, U, V e Y estão agora [atualização] disponíveis para descrever qualquer nova estrutura de DNA que possa aparecer no futuro. [28] [29] No entanto, a maioria dessas formas foi criada sinteticamente e não foi observada em sistemas biológicos de ocorrência natural. [ citação necessária ] Existem também formas de DNA de cadeia tripla e formas quádruplas, como o G-quadruplex e o motivo i.

Características estruturais das três principais formas de DNA [30] [31] [32]
Atributo de geometria A-DNA B-DNA Z-DNA
Sentido de hélice destro destro canhoto
Unidade de repetição 1 bp 1 bp 2 bp
Rotação / bp 32.7° 34.3° 60°/2
bp / turn 11 10.5 12
Inclinação do bp para o eixo +19° −1.2° −9°
Aumento / bp ao longo do eixo 2,3 Å (0,23 nm) 3,32 Å (0,332 nm) 3,8 Å (0,38 nm)
Passo / volta da hélice 28,2 Å (2,82 nm) 33,2 Å (3,32 nm) 45,6 Å (4,56 nm)
Torção média da hélice +18° +16°
Ângulo glicosil anti anti C: anti,
G: syn
Açucareiro C3'-endo C2'-endo C: C2'-endo,
G: C2'-exo
Diâmetro 23 Å (2,3 nm) 20 Å (2,0 nm) 18 Å (1,8 nm)

Edição de Grooves

As fitas helicoidais gêmeas formam a espinha dorsal do DNA. Outra dupla hélice pode ser encontrada traçando os espaços, ou ranhuras, entre os fios. Esses vazios são adjacentes aos pares de bases e podem fornecer um local de ligação. Como os fios não estão diretamente opostos, as ranhuras têm tamanhos desiguais. Um sulco, o principal, tem 22 Å de largura e o outro, o menor, tem 12 Å de largura. [33] A estreiteza da ranhura menor significa que as bordas das bases são mais acessíveis na ranhura principal. Como resultado, proteínas como fatores de transcrição que podem se ligar a sequências específicas no DNA de fita dupla geralmente fazem contato com os lados das bases expostas no sulco principal. [4] Esta situação varia nas conformações incomuns de DNA dentro da célula (Veja abaixo), mas as ranhuras principais e secundárias são sempre nomeadas para refletir as diferenças de tamanho que seriam vistas se o DNA fosse torcido de volta à forma B comum.

Editar formas não-helicoidais duplas

Modelos alternativos não helicoidais foram brevemente considerados no final dos anos 1970 como uma solução potencial para problemas na replicação do DNA em plasmídeos e cromatina. No entanto, os modelos foram deixados de lado em favor do modelo de dupla hélice devido aos avanços experimentais subsequentes, como a cristalografia de raios-X de duplexes de DNA e, posteriormente, a partícula do núcleo do nucleossomo, e a descoberta de topoisomerases. Além disso, os modelos não-helicoidais não são atualmente aceitos pela comunidade científica convencional. [34] [35]

O DNA é um polímero relativamente rígido, normalmente modelado como uma cadeia semelhante a um verme. Ele tem três graus significativos de flexão, torção e compressão de liberdade, cada um dos quais causa certos limites sobre o que é possível com o DNA dentro de uma célula. A rigidez de torção e torção é importante para a circularização do DNA e a orientação das proteínas ligadas ao DNA em relação umas às outras e a rigidez axial de flexão é importante para o envoltório e circularização do DNA e as interações de proteínas. A compressão-extensão é relativamente sem importância na ausência de alta tensão.

Comprimento de persistência, rigidez axial Editar

O DNA em solução não assume uma estrutura rígida, mas muda continuamente de conformação devido à vibração térmica e colisões com moléculas de água, o que torna as medidas clássicas de rigidez impossíveis de aplicar. Portanto, a rigidez à flexão do DNA é medida pelo comprimento de persistência, definido como:

O comprimento do DNA ao longo do qual a orientação média do tempo do polímero torna-se não correlacionada por um fator de e. [ citação necessária ]

Este valor pode ser medido diretamente usando um microscópio de força atômica para obter imagens diretas de moléculas de DNA de vários comprimentos. Em uma solução aquosa, o comprimento médio de persistência é 46–50 nm ou 140–150 pares de bases (o diâmetro do DNA é 2 nm), embora possa variar significativamente. Isso torna o DNA uma molécula moderadamente rígida.

O comprimento de persistência de uma seção de DNA é um tanto dependente de sua sequência, e isso pode causar uma variação significativa. A variação é em grande parte devido às energias de empilhamento de base e aos resíduos que se estendem para as ranhuras principais e secundárias.

Modelos para dobra de DNA Editar

Estabilidade de empilhamento de etapas básicas (B DNA) [36]
Etapa Empilhamento ΔG
/ kcal mol −1
T A -0.19
T G ou C A -0.55
CG -0.91
A G ou C T -1.06
A A ou T T -1.11
NO -1.34
G A ou T C -1.43
C C ou G G -1.44
A C ou G T -1.81
G C -2.17

Em escalas de comprimento maiores do que o comprimento de persistência, a flexibilidade entrópica do DNA é notavelmente consistente com os modelos de física de polímero padrão, como o Kratky-Porod modelo de cadeia semelhante a um verme. [37] Consistente com o modelo de cadeia semelhante a verme é a observação de que a curvatura do DNA também é descrita pela lei de Hooke em forças muito pequenas (sub-piconewton). Para segmentos de DNA menores que o comprimento de persistência, a força de flexão é aproximadamente constante e o comportamento se desvia das previsões da cadeia semelhante a um verme.

Esse efeito resulta em uma facilidade incomum na circularização de pequenas moléculas de DNA e em uma probabilidade maior de encontrar seções de DNA altamente tortas. [38]

Preferência de dobra Editar

As moléculas de DNA muitas vezes têm uma direção preferida para dobrar, isto é, flexão anisotrópica. Isto é, novamente, devido às propriedades das bases que constituem a sequência de DNA - uma sequência aleatória não terá nenhuma direção de curvatura preferida, isto é, curvatura isotrópica.

A direção de curvatura do DNA preferida é determinada pela estabilidade de empilhamento de cada base em cima da seguinte. Se as etapas de empilhamento de bases instáveis ​​forem sempre encontradas em um lado da hélice do DNA, o DNA preferencialmente se desviará dessa direção. À medida que o ângulo de curvatura aumenta, os obstáculos estéricos e a capacidade de rolar os resíduos uns em relação aos outros também desempenham um papel, especialmente na ranhura menor. UMA e T os resíduos serão encontrados preferencialmente nas ranhuras menores no interior das curvas. Este efeito é particularmente observado na ligação DNA-proteína, onde a curvatura do DNA é induzida, como em partículas de nucleossomo. Veja as distorções de base acima.

As moléculas de DNA com preferência excepcional de curvatura podem se tornar intrinsecamente curvadas. Isso foi observado pela primeira vez no DNA do cinetoplasto tripanossomatídeo. As sequências típicas que causam isso contêm trechos de 4-6 T e UMA resíduos separados por G e C seções ricas que mantêm os resíduos A e T em fase com o sulco menor em um lado da molécula. Por exemplo:

¦ ¦ ¦ ¦ ¦ ¦
G UMA T T C C C UMA UMA UMA UMA UMA T G T C UMA UMA UMA UMA UMA UMA T UMA G G C UMA UMA UMA UMA UMA UMA T G C C UMA UMA UMA UMA UMA UMA T C C C UMA UMA UMA C

A estrutura intrinsecamente curvada é induzida pela 'torção da hélice' dos pares de bases em relação um ao outro, permitindo ligações de hidrogênio bifurcadas incomuns entre as etapas da base. Em temperaturas mais altas, essa estrutura é desnaturada e, portanto, a curvatura intrínseca é perdida.

Todo DNA que se curva anisotropicamente tem, em média, maior comprimento de persistência e maior rigidez axial. Este aumento de rigidez é necessário para evitar a flexão aleatória que faria a molécula agir isotropicamente.

Edição de Circularização

A circularização do DNA depende tanto da rigidez axial (flexão) quanto da rigidez torcional (rotacional) da molécula. Para uma molécula de DNA circular com sucesso, ela deve ser longa o suficiente para facilmente dobrar em um círculo completo e deve ter o número correto de bases para que as extremidades fiquem na rotação correta para permitir que a ligação ocorra. O comprimento ideal para circularização do DNA é de cerca de 400 pares de bases (136 nm) [ citação necessária ], com um número inteiro de voltas da hélice de DNA, ou seja, múltiplos de 10,4 pares de bases. Ter um número não integral de voltas apresenta uma barreira de energia significativa para a circularização, por exemplo, uma molécula de 10,4 x 30 = 312 pares de bases circulará centenas de vezes mais rápido do que a molécula de 10,4 x 30,5 ≈ 317 pares de bases. [39]

A curvatura de segmentos curtos de DNA circular não é uniforme. Em vez disso, para segmentos de DNA circularizados menores que o comprimento de persistência, a curvatura do DNA está localizada em 1-2 torções que se formam preferencialmente em segmentos ricos em AT. Se um nick estiver presente, a dobra será localizada no site do nick. [38]

Regime de alongamento elástico Editar

Trechos mais longos de DNA são entropicamente elásticos sob tensão. Quando o DNA está em solução, ele sofre contínuas variações estruturais devido à energia disponível no banho térmico do solvente. Isso se deve à vibração térmica da molécula combinada com colisões contínuas com as moléculas de água. Por razões entrópicas, estados relaxados mais compactos são termicamente acessíveis do que estados estendidos e, portanto, as moléculas de DNA são quase universalmente encontradas em layouts relaxados emaranhados. Por essa razão, uma molécula de DNA se estica sob uma força, endireitando-a. Usando pinças ópticas, o comportamento de alongamento entrópico do DNA foi estudado e analisado de uma perspectiva da física do polímero, e foi descoberto que o DNA se comporta em grande parte como o Kratky-Porod modelo de cadeia semelhante a um verme em escalas de energia fisiologicamente acessíveis.

Transições de fase sob edição de alongamento

Sob tensão suficiente e torque positivo, acredita-se que o DNA passa por uma transição de fase com as bases se espalhando para fora e os fosfatos movendo-se para o meio. Esta estrutura proposta para DNA superestendido tem sido chamada de DNA em forma P, em homenagem a Linus Pauling que originalmente o apresentou como uma possível estrutura de DNA. [26]

Evidências de alongamento mecânico de DNA na ausência de pontos de torque impostos para uma transição ou transições que levam a outras estruturas que são geralmente referidas como DNA em forma S. Essas estruturas ainda não foram definitivamente caracterizadas devido à dificuldade de realizar imagens de resolução atômica em solução, enquanto sob força aplicada, embora muitos estudos de simulação de computador tenham sido feitos (por exemplo, [40] [41]).

Estruturas de S-DNA propostas incluem aquelas que preservam o empilhamento de pares de bases e ligações de hidrogênio (rico em GC), enquanto liberam extensão por inclinação, bem como estruturas nas quais ocorre a fusão parcial da pilha de bases, enquanto a associação de bases é no entanto, em geral preservado (rico em AT).

A fratura periódica da pilha de pares de base com uma quebra ocorrendo uma vez a cada três bp (portanto, uma em cada três etapas de bp-bp) foi proposta como uma estrutura regular que preserva a planaridade do empilhamento de base e libera a quantidade apropriada de extensão , [42] com o termo "Σ-DNA" introduzido como um mnemônico, com os três pontos voltados para a direita do caractere Sigma servindo como um lembrete dos três pares de bases agrupados. A forma Σ demonstrou ter uma preferência de sequência por motivos GNC que, segundo a hipótese GNC, são considerados de importância evolutiva. [43]

A forma B da hélice de DNA gira 360 ° por 10,4-10,5 bp na ausência de tensão de torção. Mas muitos processos biológicos moleculares podem induzir tensão torcional. Um segmento de DNA com torção helicoidal em excesso ou insuficiente é referido, respectivamente, como positiva ou negativamente superenrolado. DNA na Vivo é tipicamente superenrolado negativamente, o que facilita o desenrolamento (fusão) da dupla hélice necessária para a transcrição do RNA.

Dentro da célula, a maior parte do DNA é topologicamente restrita. O DNA é tipicamente encontrado em loops fechados (como plasmídeos em procariotos) que são topologicamente fechados, ou como moléculas muito longas cujos coeficientes de difusão produzem efetivamente domínios topologicamente fechados. Seções lineares de DNA também são comumente ligadas a proteínas ou estruturas físicas (como membranas) para formar laços topológicos fechados.

Francis Crick foi um dos primeiros a propor a importância dos números de ligação ao se considerar as supercoils de DNA. Em um artigo publicado em 1976, Crick descreveu o problema da seguinte maneira:

Ao considerar superenrolamentos formados por moléculas fechadas de fita dupla de DNA, certos conceitos matemáticos, como o número de ligação e a torção, são necessários. O significado disso para uma fita fechada é explicado e também o do número de contorções de uma curva fechada. Alguns exemplos simples são dados, alguns dos quais podem ser relevantes para a estrutura da cromatina. [44]

A análise da topologia do DNA usa três valores:

  • eu = número de ligação - o número de vezes que uma fita de DNA envolve a outra. É um número inteiro para um loop fechado e constante para um domínio topológico fechado.
  • T = torção - número total de voltas na hélice de DNA de fita dupla. Isso normalmente tende a se aproximar do número de voltas que uma hélice de DNA de fita dupla topologicamente aberta torna livre em solução: número de bases / 10,5, assumindo que não há agentes intercalantes (por exemplo, brometo de etídio) ou outros elementos que modificam a rigidez do DNA .
  • C = contorcer - número de voltas da hélice de DNA de fita dupla em torno do eixo superélico
  • eu = T + C e Δeu = ΔT + ΔC

Qualquer mudança de T em um domínio topológico fechado deve ser balanceada por uma mudança em W e vice-versa. Isso resulta em uma estrutura de ordem superior do DNA. Uma molécula de DNA circular com uma contorção de 0 será circular. Se a torção desta molécula for subsequentemente aumentada ou diminuída pelo superenrolamento, então a contorção será alterada apropriadamente, fazendo com que a molécula sofra um enrolamento super-helicoidal plectonêmico ou toroidal.

Quando as extremidades de um pedaço de DNA helicoidal de fita dupla são unidas de forma a formar um círculo, as fitas têm nós topologicamente. Isso significa que os fios simples não podem ser separados em nenhum processo que não envolva a quebra de um fio (como aquecimento). A tarefa de desfazer o nó das fitas de DNA ligadas topologicamente recai sobre as enzimas chamadas topoisomerases. Essas enzimas são dedicadas a desfazer o nó do DNA circular clivando uma ou ambas as fitas de modo que outro segmento de fita simples ou dupla possa passar. Este desfazer o nó é necessário para a replicação do DNA circular e vários tipos de recombinação no DNA linear que têm restrições topológicas semelhantes.

O paradoxo do número de ligação Editar

Por muitos anos, a origem do superenrolamento residual em genomas eucarióticos permaneceu obscura. Este quebra-cabeça topológico foi referido por alguns como o "paradoxo do número de ligação". [45] No entanto, quando as estruturas determinadas experimentalmente do nucleossomo exibiram um envoltório torcido de DNA para a esquerda em torno do octâmero da histona, [46] [47] isso paradoxo foi considerado resolvido pela comunidade científica.


4. Seqüências específicas de bases nitrogenadas que codificam para determinadas proteínas ou moléculas reguladoras de RNA são chamadas de genes.

Cada fita de DNA é como um livro de receitas para sintetizar proteínas. Certas sequências de bases nitrogenadas ao longo da fita codificam moléculas de RNA específicas. Essas sequências são chamadas de genes. Moléculas de mRNA transcritas de genes são posteriormente traduzidas em proteínas.

Os cromossomos podem variar amplamente em seu número de pares de bases e genes. O cromossomo mais longo nas células humanas, o cromossomo 1, tem cerca de 249 milhões de pares de bases e tem entre 2.000 e 2.100 genes distintos. O cromossomo 21, o cromossomo humano mais curto, consiste em 48 milhões de pares de bases e contém entre 200 e 300 genes. No geral, as células procarióticas têm cromossomos mais curtos com menos genes. Por exemplo, a bactéria Carsonella rudii tem apenas 159.662 pares de bases e 182 genes em todo o seu genoma.

Embora os genes recebam a maior parte do crédito pelo que o DNA faz, eles representam apenas cerca de 1% do DNA (em humanos). Os genes são separados uns dos outros por sequências de bases nitrogenadas que não fornecem instruções para a síntese de RNA. Estas são chamadas de regiões intergênicas. Mesmo dentro dos genes, existem regiões de DNA não codificantes chamadas íntrons.

As regiões não codificantes do DNA são importantes porque fornecem locais de ligação para proteínas que ajudam a ativar ou desativar o processo de transcrição. Eles também podem fornecer proteção para as regiões de codificação. Por exemplo, os telômeros consistem em sequências repetitivas que protegem a informação genética de cada molécula de DNA contra danos durante a divisão celular.


Acaba de ser anunciada uma parceria entre duas firmas da Califórnia, Codexis CDXS e Molecular Assemblies, com foco em uma nova forma radical de escrever DNA. A parceria chega em um momento de expansão para a indústria de biologia sintética, que busca usar o DNA para criar tudo, desde anticorpos COVID-19 até novas opções para armazenamento de dados de alta densidade.

A síntese de DNA já é um mercado aquecido. A Twist Bioscience, fabricante de genes, viu seu estoque quase triplicar desde seu IPO no final de 2018. No mesmo ano, a Integrated DNA Technologies foi adquirida pela Danaher por rumores de US $ 1,8 bilhão. Todo esse sucesso recente, no entanto, é baseado em um método de décadas de impressão de DNA que os especialistas admitem ser bastante limitado.

Os fabricantes de DNA de hoje ainda criam seus produtos usando química. Para formar uma nova dupla hélice, as letras individuais do DNA - apelidadas de A, T, C e G - são ligadas entre si usando um processo chamado síntese de fosforamidita. Embora o processo tenha sido refinado ao longo dos anos, ainda requer solventes agressivos que limitam a qualidade do produto final. Esses solventes também se tornam resíduos nocivos.

Uma rápida olhada na biologia prova que existe claramente uma maneira melhor. Suas próprias células produzem DNA o tempo todo, e o fazem sem produtos químicos agressivos. As cópias de DNA que eles produzem são milhões de vezes mais longas e consideravelmente mais precisas do que qualquer empresa pode obter atualmente por meio de síntese química. Esse poder de criar grandes quantidades de DNA de alta qualidade possibilita a complexidade da vida e, se aproveitado, transformaria a manufatura global, abrindo as comportas para inovações da biologia sintética nos setores farmacêutico, têxtil, agrícola e de materiais avançados.

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Durante anos, os biotecnologistas desejaram fazer DNA da mesma forma que a biologia - com enzimas. Essas máquinas em nanoescala, que são produtos de genes, se especializam em encurralar produtos químicos menores ao seu redor. Um tipo de enzima em particular, chamada polimerase, tem uma capacidade incomparável de costurar letras de DNA em longas cadeias.

Empresas como a Molecular Assemblies, sediada em San Diego, vêm adaptando enzimas polimerase para criar moléculas de DNA personalizadas. Eles detêm 24 patentes sobre o assunto e afirmam já ter potencial para produzir cadeias de DNA até 50 vezes mais longas que a concorrência. Eles até começaram a aplicar sua tecnologia ao desafio de armazenamento de dados de DNA.

Codexis, com sede na Bay Area, é especializada no aprimoramento de enzimas para uso industrial. Como já escrevi, eles aplicam um software de computador avançado para criar enzimas aprimoradas que podem ajudar na criação de uma variedade surpreendente de produtos, incluindo canabinóides, bioplásticos, biocombustíveis e até drogas farmacêuticas.

Sob o novo acordo, a Codexis vai comprar US $ 1 milhão em ações da Molecular Assemblies. Esta é uma vitória clara para ambas as empresas: O negócio principal da Molecular Assemblies é baseado em enzimas e, na Codexis, eles ganham um parceiro especializado em engenharia de enzimas. A Codexis também se beneficia, pois ganha uma participação no lucrativo e crescente campo da síntese enzimática de DNA.

Em última análise, movimentos como esses também beneficiam toda a indústria de biologia sintética. O DNA feito por enzimas seria uma bênção para qualquer empresa - grande ou pequena - que deseja participar do esforço do século 21 para construir uma economia melhor, mais verde e mais eficiente com biologia.

Para obter informações privilegiadas sobre a síntese enzimática de DNA e o que isso significa para toda a biotecnologia. [+] indústria, conversei com o CEO da Molecular Assemblies, Michael Kamdar, e o CEO da Codexis, John Nicols, sobre como tornar a tecnologia um sucesso comercial.

Para informações privilegiadas, assista à minha entrevista com o CEO da Molecular Assemblies, Michael Kamdar, e o CEO da Codexis, John Nicols, sobre o impacto da síntese enzimática de DNA e o que esse negócio significa para a indústria.

Siga-me no Twitter em @johncumbers e @sinbiobeta. Assine meus boletins semanais de biologia sintética. Obrigada por Ian Haydon para pesquisas e relatórios adicionais neste artigo. Eu sou o fundador da SynBioBeta, e algumas das empresas sobre as quais escrevo - incluindo Molecular Assemblies e Codexis - são patrocinadoras da Conferência SynBioBeta e resumo semanal. Aqui está a lista completa dos patrocinadores da SynBioBeta. Também sou sócio operacional da DCVC, que tem investido em Assembléias Moleculares.


7.1: Estrutura do DNA

  • Contribuição de E. V. Wong
  • Axolotl Academica Publishing (Biologia) na Axolotl Academica Publishing

Como você pode ver na Figura 1, os nucleotídeos variam apenas ligeiramente, e apenas na base nitrogenada. No caso do DNA, essas bases são adenina, guanina, citosina e timina. Observe a semelhança das formas da adenina e da guanina, e também a semelhança entre a citosina e a timina. A e G são classificados como purinas, enquanto C e T são classificados como pirimidinas. Desde que & rsquemos nomear coisas, observe & ldquodeoxyribose & rdquo e & ldquoribose & rdquo. Como o nome indica, a desoxirribose é apenas uma ribose sem oxigênio. Mais especificamente, onde há um grupo hidroxila ligado ao carbono 2 da ribose, há apenas um hidrogênio ligado ao carbono 2 da desoxirribose. Essa é a única diferença entre os dois açúcares.

Na construção aleatória de uma única fita de ácido nucleico em vitro, não há regras particulares quanto à ordenação dos nucleotídeos em relação às suas bases. As identidades de suas bases nitrogenadas são irrelevantes porque os nucleotídeos estão ligados por ligações fosfodiéster através do grupo fosfato e da pentose. É, portanto, frequentemente referido como a espinha dorsal do açúcar-fosfato. Se decompormos a palavra & ldquofosfodiéster & rdquo, veremos que ela descreve com bastante facilidade a conexão: os açúcares são conectados por duas ligações éster (& mdashO & mdash) com um fósforo no meio. Uma das ideias que muitas vezes confunde os alunos é a direcionalidade dessa ligação e, portanto, dos ácidos nucléicos em geral. Por exemplo, quando falamos sobre a DNA polimerase, a enzima que catalisa a adição de nucleotídeos em células vivas, dizemos que ela funciona na direção de 5 (5 & rsquo) a 3 (3 & rsquo). Isso pode parecer uma linguagem misteriosa de biólogo molecular, mas na verdade é muito simples. Observe novamente dois dos nucleotídeos unidos pela ligação fosfodiéster (Figura ( PageIndex <1> ), canto inferior esquerdo). Um nucleotídeo de adenina é unido a um nucleotídeo de citosina. A ligação fosfodiéster sempre ligará o carbono 5 de uma desoxirribose (ou ribose no RNA) ao carbono 3 do próximo açúcar. Isso também significa que em uma extremidade de uma cadeia de nucleotídeos ligados, haverá um fosfato 5 & rsquo livre (-PO4) grupo, e na outra extremidade, um 3'rsquo hidroxil (-OH) livre. Estes definem a direcionalidade de uma fita de DNA ou RNA.

Figura ( PageIndex <1> ). DNA. O ácido desoxirribonucléico é uma cadeia polimérica de nucleotídeos conectada por ligações fosfodiéster 5 & rsquo a 3 & rsquo. O DNA normalmente existe como duas fitas complementares antiparalelas mantidas juntas por ligações de hidrogênio entre as adeninas (A) e as tinas (T), e entre as guaninas (G) e as citosinas (C).

O DNA é normalmente encontrado como uma molécula de fita dupla na célula, enquanto o RNA é principalmente de fita simples. É importante entender, porém, que sob as condições apropriadas, o DNA pode ser feito de fita simples e o RNA pode ser de fita dupla. Na verdade, as moléculas são tão semelhantes que é até possível criar moléculas híbridas de fita dupla com uma fita de DNA e outra de RNA. Curiosamente, as duplas hélices de RNA-RNA e as duplas hélices de RNA-DNA são, na verdade, ligeiramente mais estáveis ​​do que a dupla hélice de DNA-DNA mais convencional.

A base da natureza de fita dupla do DNA, e de fato a base dos ácidos nucléicos como meio de armazenamento e transferência de informação genética, é par de bases. O pareamento de bases refere-se à formação de ligações de hidrogênio entre adeninas e timas, e entre guaninas e citosinas. Esses pares são significativamente mais estáveis ​​do que qualquer associação formada com as outras bases possíveis. Além disso, quando essas associações de pares de bases se formam no contexto de duas fitas de ácidos nucleicos, seu espaçamento também é uniforme e altamente estável. Você deve se lembrar que as ligações de hidrogênio são ligações relativamente fracas. No entanto, no contexto do DNA, a ligação de hidrogênio é o que torna o DNA extremamente estável e, portanto, adequado como meio de armazenamento de longo prazo para informações genéticas. Visto que mesmo em procariotos simples, as hélices duplas do DNA têm pelo menos milhares de nucleotídeos de comprimento, isso significa que existem vários milhares de ligações de hidrogênio mantendo as duas fitas juntas. Embora qualquer interação de ligação de hidrogênio nucleotídeo a nucleotídeo individual possa ser facilmente interrompida temporariamente por um ligeiro aumento na temperatura ou uma mudança minúscula na força iônica da solução, uma dupla hélice completa de DNA requer temperaturas muito altas (geralmente acima de 90 o C) para desnaturar completamente a dupla hélice em fios individuais.

Como há um par exato de nucleotídeos um para um, verifica-se que as duas fitas são essencialmente cópias de backup uma da outra - uma rede de segurança no caso de os nucleotídeos serem perdidos de uma fita. Na verdade, mesmo se partes de ambos os fios forem danificados, desde que o outro fio esteja intacto na área do dano, a informação essencial ainda estará lá na sequência complementar do fio oposto e poderá ser inserida no lugar. Lembre-se, porém, de que, embora uma fita de DNA possa agir como um & ldquobackup & rdquo da outra, as duas fitas não são idênticas - são complementares. Uma consequência interessante desse sistema de fitas complementares e antiparalelas é que as duas fitas podem, cada uma, carregar informações exclusivas.

Pares de genes bidirecionais são dois genes em fitas opostas de DNA, mas que compartilham um promotor, que se encontra entre eles. Como o DNA só pode ser feito em uma direção, 5 & rsquo a 3 & rsquo, esse promotor bidirecional, geralmente uma ilha CpG (consulte o próximo capítulo), envia a RNA polimerase para cada gene em direções físicas opostas. Isso foi demonstrado para vários genes envolvidos em cânceres (mama, ovário) e é um mecanismo para coordenar a expressão de redes de produtos gênicos.

The strands of a DNA double-helix are antiparallel. This means that if we looked at a double-helix of DNA from left to right, one strand would be constructed in the 5&rsquo to 3&rsquo direction, while the complementary strand is constructed in the 3&rsquo to 5&rsquo direction. This is important to the function of enzymes that create and repair DNA, as we will be discussing soon. In Figure (PageIndex<1>), the left strand is 5&rsquo to 3&rsquo from top to bottom, and the other is 5&rsquo to 3&rsquo from bottom to top.

From a physical standpoint, DNA molecules are negatively charged (all those phosphates), and normally a double-helix with a right-handed twist. In this normal (also called the &ldquoB&rdquo conformation) state, one full twist of the molecule encompasses 11 base pairs, with 0.34 nm between each nucleotide base. Each of the nitrogenous bases are planar, and when paired with the complementary base, forms a at planar &ldquorung&rdquo on the &ldquoladder&rdquo of DNA. These are perpendicular to the longitudinal axis of the DNA. Most of the free-floating DNA in a cell, and most DNA in any aqueous solution of near-physiological osmolarity and pH, is found in this B conformation. However, other conformations have been found, usually under very specific environmental circumstances. A compressed conformation, A-DNA, was observed as an artifact of em vitro crystallization, with slightly more bases per turn, shorter turn length, and base-pairs that are not perpendicular to the longitudinal axis. Another, Z-DNA, appears to form transiently in GC-rich stretches of DNA in which, interestingly, the DNA twists the opposite direction.

Figure (PageIndex<2>). Three conformations of DNA. B-DNA is most common, A-DNA is likely an artifact of crystallization in vitro, and Z-DNA may form transiently in parts of the chromosome.

It has been suggested that both the A and Z forms of DNA are, in fact, physiologically relevant. There is evidence to suggest that the A form may occur in RNA-DNA hybrid double helices as well as when DNA is complexed to some enzymes. The Z conformation may occur in response to methylation of the DNA. Furthermore, the &ldquonormal&rdquo B-DNA conformation is something of a idealized structure based on being fully hydrated, as is certainly very likely inside a cell. However, that hydration state is constantly changing, albeit minutely, so the DNA conformation will often vary slightly from the B-conformation parameters in Figure (PageIndex<2>).

In prokaryotes, the DNA is found in the cytoplasm (rather obvious since there is no other choice in those simple organisms), while in eukaryotes, the DNA is found inside the nucleus. Despite the differences in their locations, the level of protection from external forces, and most of all, their sizes, both prokaryotic and eukaryotic DNA is packaged with proteins that help to organize and stabilize the overall chromosome structure. Relatively little is understood with regard to prokaryotic chromosomal packaging although there are structural similarities between some of the proteins found in prokaryotic and eukaryotic chromosomes. Therefore, most introductory cell biology courses stick to eukaryotic chromosomal packaging.

Figure (PageIndex<3>). DNA packaging. (A) A naked strand of DNA is approximately 2 nm in diameter. (B) Histones, which are octameric proteins depicted here as a roughly cylindrical protein, have positive charges distributed on the outer surface to interact with the negatively-charged DNA backbone. (C) Even the organization afforded by histone binding can leave an unmanageable tangle of DNA, especially with longer eukaryotic genomes, and therefore the histone-bound DNA is packaged into the &ldquo30-nm strand&rdquo. This is held together, in part, by histone interactions. (D) The 30-nm fibers are looped into 700-nm fibers, which are themselves formed into the typical eukaryotic chromosome (E).

Naked DNA, whether prokaryotic or eukaryotic, is an extremely thin strand of material, roughly 11 nm in diameter. However, given the size of eukaryotic genomes, if the DNA was stored that way inside the nucleus, it would become unmanageably tangled. Picture a bucket into which you have tossed a hundred meters of yarn without any attempt whatsoever to organize it by coiling it or bunching it. Now consider whether you would be able to reach into that bucket pull on one strand, and expect to pull up only one strand, or if instead you are likely to pull up at least a small tangle of yarn. The cell does essentially what you would do with the yarn to keep it organized: it is packaged neatly into smaller, manageable skeins. In the case of DNA, each chromosome is looped around a histone complex to form the first order of chromosomal organization: the nucleosome.

Figure (PageIndex<4>). The nucleosome is composed of slightly over two turns of DNA around a histone core containing two copies each of H2A, H2B, H3, and H4 histones. The H1 histone is not part of the core unit and functions in coor- dinating interaction between nucleosomes.

The 30-nm fiber is held together by two sets of interactions. First, the linker histone, H1, brings the nucleosomes together into an approximate 30-nm structure. This structure is then stabilized by disulfide bonds that form between the H2A histone of one nucleosome and the H4 histone of its neighbor.

Histones are a family of basic (positively-charged) proteins. They all function primarily in organizing DNA, and the nucleosome is formed when DNA wraps (a little over 2 times) around a core of eight histones - two each of H2A, H2B, H3, and H4. The number and position of the positive charges (mostly from lysines and arginines) are crucial to their ability to tightly bind DNA, which as previously pointed out, is very negatively charged. That &ldquoopposites attract&rdquo idea is not just a dating tip from the advice columns.

Figure from RCSB Protein Data Bank (http://www.rcsb.org).

Upon examination of the 3D structure of the histone core complex, we see that while relatively uncharged protein interaction domains hold the histones together in the center, the positively charged residues are found around the outside of the complex, available to interact with the negatively charged phosphates of DNA.

In a later chapter, we will discuss how enzymes read the DNA to transcribe its information onto smaller, more manageable pieces of RNA. For now, we only need to be aware that at any given time, much of the DNA is packaged tightly away, while some parts of the DNA are not. Because the parts that are available for use can vary depending on what is happening to/in the cell at any given time, the packaging of DNA must be dynamic. There must be a mechanism to quickly loosen the binding of DNA to histones when that DNA is needed for gene expression, and to tighten the binding when it is not. As it turns out, this process involves acetylation e deacetylation of the histones.

Figure (PageIndex<6>). (A) Deacetylated histone allows interaction between the negatively charged phosphates of the DNA and the positively charged lysines of the histone. (B) When the histone is acetylated, not only is the positive charge on the lysine lost, the acetyl group also imparts a negative charge, repelling the DNA phosphates.

Histone Acetyltransferases (HATs) are enzymes that place an acetyl group on a lysine of a histone protein. The acetyl groups are negatively charged, and the acetylation not only adds a negatively charged group, it also removes the positive charge from the lysine. This has the effect of not only neutralizing a point of attraction between the protein and the DNA, but even slightly repelling it (with like charges). On the other side of the mechanism, Histone Deactylases (HDACs) are enzymes that remove the acetylation, and thereby restore the interaction between histone protein and DNA. Since these are such important enzymes, it stands to reason that they are not allowed to operate willy-nilly on any available histone, and in fact, they are often found in a complex with other proteins that control and coordinate their activation with other processes such as activation of transcription.


What does double helix mean in biology?

A "filled-in" hélice &ndash for example, a "spiral" (helical) ramp &ndash é called a helicoid. Helices are importante em biologia, as the DNA molecule é formed as two intertwined helices, and many proteins have helical substructures, known as alpha helices. A palavra hélice comes from the Greek word ?&lambda&iota&xi, "twisted, curved".

what does the double helix tell us about DNA? UMA double helix resembles a twisted ladder. Each 'upright' pole of the ladder is formed from a backbone of alternating sugar and phosphate groups. Cada DNA base ? (adenine, cytosine, guanine, thymine) is attached to the backbone and these bases form the rungs.

Beside above, what does it mean to call the DNA double helix antiparallel?

Antiparallel: A term applied to two molecules that are side by side but run in opposite directions. The two strands of DNA estão antiparalelo. The head of one strand is always laid against the tail of the other strand of DNA.

What is a helix in medical terms?

Médico Definição de hélice 1 : the incurved rim of the external ear. 2 : a curve traced on a cylinder by the rotation of a point crossing its right sections at a constant oblique angle broadly : spiral sense 2 &mdash see alpha-hélice, double hélice.


'Lost' Letters Reveal Twists in Discovery of Double Helix

Rediscovered letters and postcards highlight the fierce competition among scientists who discovered DNA's famous double-helix structure and unraveled the genetic code.

Francis Crick and James D. Watson shared a 1962 Nobel Prize with Maurice Wilkins for their work on revealing the structure of the DNA molecule that encodes instructions for the development and function of living beings. But formerly lost letters kept by Crick add more color to the well-known rivalries between Wilkins and the Crick-Watson duo.

"The [letters] give us much more flavor and examples illuminating the characters and the relations between them," said study researcher Alexander Gann, editorial director at Cold Spring Harbor Laboratory Press in New York. "They're consistent with what we already believed, but they add important details."

A fourth researcher credited with initial DNA work, Rosalind Franklin, died of cancer in 1958 and was never nominated for a Nobel Prize. She and her male colleagues did not get along despite their professional collaboration, as seen in some rather blunt messages contained within the new material.

"I hope the smoke of witchcraft will soon be getting out of our eyes," Wilkins wrote to Crick and Watson in 1953, as Franklin prepared to leave Wilkins' lab for Birbeck College in London.

Nine boxes of Crick's material turned up mixed in with the correspondence of a colleague, Sydney Brenner, who had donated his personal documents to Cold Spring Harbor Laboratory Library in New York. Researchers knew that much of Crick's earlier correspondence had been lost, but no one suspected it would emerge in Brenner's files.

The rediscovered material contains several nuggets about the race between rival labs to develop a DNA model in the early 1950s. Wilkins and Franklin worked at King&rsquos College London, while Crick and Watson did their research at the Cavendish Lab of Cambridge University.

Watson and Crick built an incorrect triple-helix model of DNA in 1951, after Watson saw a lecture by Franklin where she showed crystallographic X-ray images she had taken of DNA. The overconfident Watson had failed to take notes, and so he underestimated the amount of water in the DNA structure.

That led to a temporary agreement that Watson and Crick should not pursue a model of DNA for the time being, because the duo had merely used data from the rival King's College lab. Wilkins and Crick exchanged newly uncovered letters that show Wilkins alternating between a formal, typed letter about the agreement and a handwritten note expressing more personal anguish over the situation.

Yet Crick and Watson still managed to come off as confident in a rediscovered letter to Wilkins, and even include a verbal jab.

Rather than end the letter by praising Wilkins for now having a clear chance to solve the DNA structure, they crossed it out and wrote: "…So cheer up and take it from us that even if we kicked you in the pants it was between friends. We hope our burglary will at least produce a united front in your group!"

The exchange emphasizes the different attitudes among the scientists, Gann explained.

"Watson and Crick are jovial and cavalier, even though they've just been humiliated," Gann told Livescience. "But Wilkins was always anxious and tortured about different things."

'Rosy' the scientist

The rediscovered Crick material, which includes correspondence, photographs, postcards, preprints, reprints, meeting programs, notes and newspaper cuttings, also gives new details on the relationship between Rosalind Franklin and her male colleagues.

Well-known tensions reigned early on. An early misunderstanding poisoned the relationship between Wilkins and Franklin, and Watson's rather chauvinist attitude toward Franklin at the time included complaints that she failed to wear lipstick or pretty herself up like other women.

Franklin's male peers also persisted in calling her "Rosy" or "Rosie," a nickname she disliked immensely.

Still, her work with X-ray crystallography created a certain "Photograph 51," which allowed Crick and Watson to realize that DNA has a double-helix structure. Without Franklin knowing, Wilkins showed her photograph to Crick and Watson in 1953.

Wilkins later complained to Crick and Watson in a rediscovered letter: "To think that Rosie had all the 3D data for 9 months & wouldn&rsquot fit a helix to it and there was I taking her word for it that the data was anti-helical. Christ."

The rival labs eventually agreed to publish several papers together on the DNA structure in the journal Nature.

A twist of discovery

Many have argued that Franklin deserved Nobel recognition, because her experimental work revealed the double-helix structure that helped Crick and Watson build their DNA model. Even Watson suggested much later that Franklin and Wilkins should have shared a Nobel Prize in chemistry for their contributions.

Franklin, who had all the photographic evidence of DNA's double-helix structure in front of her, had dismissed the idea of a helix. That's because she focused her attention on the clearer data from the A form of DNA, which looks less obviously like a helix than the B form of DNA.

The crucial photograph shown to Crick and Watson had contained the B form of DNA, and so the pair immediately seized upon its helical shape. But a newly rediscovered letter shows that even they might have hesitated for a moment upon seeing the A form of DNA.

"This is the first time I have had an opportunity for a detailed study of the picture of Structure A, and I must say I am glad I didn&rsquot see it earlier, as it would have worried me considerably," Crick told Wilkins in the summer of 1953.

Gann suspects today that Crick and Watson would have gone ahead with their double-helix model and ignored the more ambiguous evidence from the A form of DNA.

"It wasn't anti-helical it just wasn't obviously helical," Gann said in a phone interview.

Publishing what-ifs

Other rediscovered letters include one in 1963 from C.P. Snow, the British physicist who bemoaned the communication gap between science and the humanities in a lecture titled "The Two Cultures." Snow wanted Crick to write something for general audiences about the DNA discovery story.

But Crick declined by noting he would have to consult Watson, Wilkins and everyone else involved. Five years later, Watson published his famous first-person account on his own, titled "The Double Helix."

Similarly, Crick spent six years putting off writing a textbook on molecular biology, despite pleas from a publisher. Watson eventually published a textbook called "Molecular Biology of the Gene," which defined the field of molecular biology and is now in its sixth edition.

Had Crick gone ahead and written his textbook, he might have ended up defining molecular biology in the same way, but in a different style, Gann said.

"Watson's first response when we showed him [the correspondence] was 'Wow, if he had written that I would have never written mine,'" Gann recalled.

Gann and Jan Witkowski, executive director of the Banbury Center in Cold Spring Harbor Laboratory, commented on the new Crick material in the Sept. 30 issue of the journal Nature.


Simple twist of DNA determines fate of placenta

(© stock.adobe.com)

The development of the mammalian placenta depends upon an unusual twist that separates DNA’s classic double helix into a single-stranded form, Yale researchers report July 15 in the journal Nature.

The Yale team also identified the molecular regulator that acts upon this single strand to accelerate or stop placental development, a discovery with implications not only for diseases of pregnancy but also for understanding how cancer tumors proliferate.

“ Placental tissue grows very fast, stimulates blood vessel formation, and invades into neighboring tissues, like a tumor,” said senior author Andrew Xiao, associate professor of genetics and a researcher with the Yale Stem Cell Center. “Unlike a tumor, however, the placenta grows through a precise, coordinated, and well-controlled manner.”

At the earliest stage of fetal development two linked processes begin simultaneously. As the fertilized egg begins developing specialized cells of the new life, another set of cells begins producing blood vessels in the placenta to nourish the growing fetus.

“ In many ways, pregnancy is like a prolonged state of inflammation, as the placenta constantly invades the uterine tissue,” Xiao said.

The DNA of the cells that will make up the growing placenta share an unusual trait — the double helix begins to twist. The resulting torsion causes certain sections of the genome break into a single strand. Although the primary sequences of the DNA are the same between the placenta and embryo, the different structure of the DNA between the two helps determine the fate of the cells.

The Yale team led by Xiao discovered placental growth is then regulated by the sixth base of DNA, N6-methyladenine. This base stabilizes the single-stranded regions of DNA and repels SATB1. SATB1 is protein critical for the organization of chromatin, the material that makes up chromosomes.

Placentas without N6-methyladenine grow uncontrollably while placentas with abnormally high levels of N6-methyladenine develop severe defects that eventually halt embryo development, the researchers found.

The findings could help researchers develop new therapies for conditions such as preeclampsia in pregnancy as well as certain types of cancer characterized by activity from single strands of DNA, the researchers said.

Yale’s Zheng Li, Shuai Zhao, Raman V. Nelakanti, Kaixuan Lin, and Tao P. Wu are co-first authors of the paper.

The research was primarily funded by National Institutes of Health and the Ludwig Family Foundation. A team of researchers led by Haitao Li in Tsinghua University also contributed to this study.


Assista o vídeo: The Discovery of the Structure of DNA (Agosto 2022).