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3: Genética Bacteriana - Biologia

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A genética bacteriana é o subcampo da genética dedicado ao estudo das bactérias. A genética bacteriana é sutilmente diferente da genética eucariótica, no entanto, as bactérias ainda servem como um bom modelo para estudos genéticos animais. Uma das principais distinções entre a genética bacteriana e eucariótica decorre da falta de organelas ligadas à membrana da bactéria (isso é verdade para todos os procariotos. Embora seja um fato que existam organelas procarióticas, elas nunca são ligadas por uma membrana lipídica, mas por uma casca de proteínas), necessitando que a síntese de proteínas ocorra no citoplasma.


Fellows PostDoc: Bacterial genetics, Epigenetics and Microbiome

Nova York, Estados Unidos

Multiple PostDoc Fellows @ Genetics and Genomic Sciences, Icahn School of Medicine em Mount Sinai.

O laboratório Fang (um “úmido”Laboratório que combina abordagens de pesquisa úmida + seca) foi o pioneiro no campo de rápido crescimento da epigenômica bacteriana (Nature Biotechnology, 2012 Nature Reviews Genetics, 2018, Nature Microbiology, 2020). Também fomos os pioneiros no uso de metilação de DNA para análise de microbioma de alta resolução (Nature Biotechnology, 2018 Métodos da Natureza, 2021). Também estudamos o genoma humano, epigenoma e transcriptoma (Genome Research, 2018 Nature Genetics, 2019) com uma abordagem de biologia de sistemas para compreender micróbios e microbiomas. Temos & gt10 anos de experiência em sequenciamento de longa leitura (PacBio e Oxford Nanopore) e biologia de sistemas.

Estamos à procura de Fellows PostDoc e Cientistas Sênior altamente motivados em Desenvolvimento de Tecnologia, Biologia de Sistemas e Medicina de precisão para Doenças infecciosas, doenças cerebrais e doenças imunológicas.

1) Genética bacteriana e epigenética: laboratório úmido.

2) Multi-omics + Estudo experimental de patógenos bacterianos: “Úmido” ou seco.

3) Multi-omics + Estudo experimental do microbioma e hospedeiro: “Úmido” ou seco.

Candidatos aprovados terá oportunidades únicas com (eu) um altamente interdisciplinar e inovador cultura de laboratório onde os membros com experiência seca / úmida discutem de perto e aprendem uns com os outros (ii) nosso experiência única em sequenciamento de longa leitura, amostras clínicas ricas e colaboradores fortes (iii) assumir o papel principal em projetos de desenvolvimento de tecnologias de ponta e pioneiras com alto impacto biomédico e clínico (iv) orientação forte em pesquisa e desenvolvimento de carreira (v) As compensações são altamente competitivas com moradias subsidiadas em Cidade de Nova York.

Requisitos de Trabalho

1) Candidatos com experimental OR computacional fundo são bem-vindos.

2a) Os candidatos com habilidades em biologia molecular devem ter sólida experiência em genética bacteriana OU pesquisa de microbioma.

2b) Os candidatos com formação computacional devem ter formação sólida em bioinformática, genômica, epigenômica, transcriptômica OU metagenômica,

3) Capacidade de aprender e dominar novos conhecimentos e tecnologias,

4) Liderar uma direção de pesquisa independente enquanto se adapta a um ambiente colaborativo,

5) Um pensador inovador, mas crítico.

Como aplicar: Envie o seguinte para [email protected]: 1) Uma breve carta de apresentação, 2) CV com uma lista de publicações, 3) Arquivos PDF para os artigos em que você é o primeiro / co-primeiro autor.

Palavras-chave: bactérias, microbioma, patógenos, epigenômica, metilação do DNA, sequenciamento de leitura longa, metagenômica, transcriptômica, biologia de sistemas, doenças humanas, doenças infecciosas, câncer, doenças de Alzheimer, diabetes.


Conteúdo

Nomenclatura do gene e nomenclatura de proteína não são esforços separados, são aspectos do mesmo todo. Qualquer nome ou símbolo usado para uma proteína também pode ser usado para o gene que a codifica e vice-versa. Mas, devido à natureza de como a ciência se desenvolveu (com o conhecimento sendo descoberto pouco a pouco ao longo de décadas), as proteínas e seus genes correspondentes nem sempre foram descobertos simultaneamente (e nem sempre fisiologicamente compreendidos quando descobertos), que é a maior razão pela qual a proteína e os nomes dos genes nem sempre correspondem, ou por que os cientistas tendem a favorecer um símbolo ou nome para a proteína e outro para o gene. Outra razão é que muitos dos mecanismos de vida são iguais ou muito semelhantes entre espécies, gêneros, ordens e filos (por homologia, analogia ou alguns de ambos), de modo que uma determinada proteína pode ser produzida em muitos tipos de organismos e, portanto, os cientistas costumam usar o mesmo símbolo e nome para uma determinada proteína em uma espécie (por exemplo, camundongos) e em outra espécie (por exemplo, humanos). Em relação à primeira dualidade (mesmo símbolo e nome para gene ou proteína), o contexto geralmente torna o sentido claro para leitores científicos, e os sistemas nomenclaturais também fornecem alguma especificidade ao usar itálico para um símbolo quando o gene é significado e simples (romano ) para quando se refere à proteína. Em relação à segunda dualidade (uma dada proteína é endógena em muitos tipos de organismos), os sistemas nomenclaturais também fornecem especificidade pelo menos humano-versus-não-humano usando letras maiúsculas diferentes, embora os cientistas muitas vezes ignorem essa distinção, dado que muitas vezes é biologicamente irrelevante .

Também devido à natureza de como o conhecimento científico se desenvolveu, as proteínas e seus genes correspondentes costumam ter vários nomes e símbolos que são sinônimos. Alguns dos primeiros podem ser preteridos em favor dos mais novos, embora tal suspensão seja voluntária. Alguns nomes e símbolos mais antigos sobrevivem simplesmente porque foram amplamente usados ​​na literatura científica (inclusive antes que os mais novos fossem cunhados) e estão bem estabelecidos entre os usuários. Por exemplo, menções de HER2 e ERBB2 são sinônimos.

Por último, a correlação entre genes e proteínas nem sempre é um para um (em qualquer direção), em alguns casos é vários para um ou um para vários, e os nomes e símbolos podem ser específicos do gene ou específico de proteína em algum grau, ou sobreposição no uso:

  • Algumas proteínas e complexos de proteínas são construídos a partir dos produtos de vários genes (cada gene contribuindo com uma subunidade polipeptídica), o que significa que a proteína ou complexo não terá o mesmo nome ou símbolo de qualquer gene. Por exemplo, uma determinada proteína chamada "exemplo" (símbolo "EXEMPLO") pode ter 2 cadeias (subunidades), que são codificadas por 2 genes denominados "exemplo de cadeia alfa" e "exemplo de cadeia beta" (símbolos EXAMPA e EXAMPB).
  • Alguns genes codificam várias proteínas, porque a modificação pós-tradução (PTM) e o splicing alternativo fornecem vários caminhos para a expressão. Por exemplo, glucagon e polipeptídeos semelhantes (como GLP1 e GLP2) vêm (via PTM) do proglucagon, que vem do préproglucagon, que é o polipeptídeo que o GCG gene codifica. Quando se fala dos vários produtos polipeptídicos, os nomes e símbolos referem-se a coisas diferentes (ou seja, préproglucagon, proglucagon, glucagon, GLP1, GLP2), mas quando se fala do gene, todos esses nomes e símbolos são pseudônimos para o mesmo gene. Outro exemplo é que as várias proteínas receptoras de opióides μ (por exemplo, μ1, μ2, μ3) são todas as variantes de splice codificadas por um gene, OPRM1 é assim que se pode falar de MORs (receptores μ-opióides) no plural (proteínas), embora haja apenas um MOR gene, que pode ser chamado OPRM1, MOR1, ou MOR—Todos esses aliases validamente se referem a ele, embora um deles (OPRM1) é a nomenclatura preferida.

O Comitê de Nomenclatura de Genes HUGO é responsável por fornecer diretrizes de nomenclatura de genes humanos e aprovar novos nomes e símbolos de genes humanos únicos (identificadores curtos normalmente criados por abreviatura). Para algumas espécies não humanas, os bancos de dados de organismos modelo servem como repositórios centrais de diretrizes e recursos de ajuda, incluindo conselhos de curadores e comitês de nomenclatura. Além de bancos de dados específicos de espécies, nomes de genes e símbolos aprovados para muitas espécies podem ser localizados no banco de dados "Entrez Gene" do National Center for Biotechnology Information [7].

Espécies Diretrizes Base de dados
Protozoários
Moldes viscosos de limo (Dictyostelium discoideum) Diretrizes de nomenclatura dictyBase
Plasmodium (Plasmodium) PlasmoDB
Fermento
Levedura de brotamento (Saccharomyces cerevisiae) SGD Gene Naming Guidelines Saccharomyces Banco de dados do genoma
Candida (Candida albicans) C. albicans Guia de nomenclatura genética Candida Banco de dados do genoma (CGD)
Levedura de fissão (Schizosaccharomyces pombe) Registro do nome do gene PomBase
Plantas
Milho (Zea mays) Um padrão para nomenclatura genética de milho MaizeGDB
Thale agrião (Arabidopsis thaliana) Nomenclatura de Arabidopsis O Arabidopsis Information Resource (TAIR).
Árvore
Flora
Mostarda (Brassica) Nomenclatura de genes padronizados para o gênero Brassica (proposta)
Animais - Invertebrados
Voe (Drosophila melanogaster) Nomenclatura genética para Drosophila melanogaster FlyBase
Minhoca (Caenorhabditis elegans) Nomenclatura genética para Caenorhabditis elegans Nomenclature at a Glance Horvitz, Brenner, Hodgkin e Herman (1979) WormBase
Mel de abelha (Apis mellifera) Beebase
Animais - Vertebrados
Humano (Homo sapiens) Diretrizes para nomenclatura do gene humano Comitê de Nomenclatura Genética HUGO (HGNC)
Mouse (Mus musculus), rato (Rattus norvegicus) Regras para nomenclatura de genes, marcadores genéticos, alelos e mutações em camundongos e ratos Mouse Genome Informatics (MGI)
Lagarto anole (Anolis carolinensis) Anolis Comitê de Nomenclatura Genética (AGNC) AnolisGenome
Sapo (Xenopus laevis, X. tropicalis) Diretrizes sugeridas para nomes de genes Xenopus Xenbase
Peixe-zebra (Danio rerio) Diretrizes de nomenclatura de peixe-zebra Banco de dados de organismo modelo de peixe-zebra (ZFIN)

Existem regras e convenções geralmente aceitas para nomear genes em bactérias. Os padrões foram propostos em 1966 por Demerec et al. [8]

Regras gerais Editar

Cada gene bacteriano é denotado por um mnemônico de três letras minúsculas que indicam a via ou processo no qual o produto do gene está envolvido, seguido por uma letra maiúscula que significa o gene real. Em alguns casos, a letra do gene pode ser seguida por um número de alelo. Todas as letras e números estão sublinhados ou itálico. Por exemplo, leuA é um dos genes da via biossintética da leucina, e leuA273 é um alelo particular deste gene.

Onde a proteína real codificada pelo gene é conhecida, ela pode se tornar parte da base do mnemônico, assim:

  • rpoA codifica a subunidade α de RN / D poLymerase
  • rpoB codifica a subunidade β de RN / D poLymerase
  • polA codifica DNA polymerase I
  • polC codifica DNA polymerase III
  • rpsL codifica ribossomal pproteína, sshopping S12

Algumas designações de genes referem-se a uma função geral conhecida:

Editar mnemônicos comuns

Genes biossintéticos Editar

A perda da atividade do gene leva a uma necessidade nutricional (auxotrofia) não exibida pelo tipo selvagem (prototrofia).

Algumas vias produzem metabólitos que são precursores de mais de uma via. Portanto, a perda de uma dessas enzimas levará à necessidade de mais de um aminoácido. Por exemplo:

  • gua = guanina
  • pur = purinas
  • Pyr = pirimidina
  • teus = timina

Genes catabólicos Editar

A perda da atividade do gene leva à perda da capacidade de catabolizar (usar) o composto.

  • ara = arabinose
  • garota = galactose
  • laca = lactose
  • mal = maltose
  • cara = manose
  • mel = melibiose
  • rha = rhamnose
  • xyl = xilose

Genes de resistência a drogas e bacteriófagos Editar

  • amplificador = resistência à ampicilina
  • azi = resistência azida
  • bla = resistência a beta-lactama
  • gato = resistência ao cloranfenicol
  • kan = resistência à canamicina
  • rif = resistência à rifampicina
  • tonA = resistência do fago T1

Mutações de supressor sem sentido Editar

Editar nomenclatura mutante

Se o gene em questão for do tipo selvagem, um sinal sobrescrito '+' será usado:

Se um gene é mutante, é representado por um sobrescrito '-':

Por convenção, se nenhum for usado, é considerado mutante.

Existem sobrescritos e subscritos adicionais que fornecem mais informações sobre a mutação:

  • ts = sensível à temperatura (leuA ts )
  • cs = sensível ao frio (leuA cs )
  • sou = mutação âmbar (leuAsou)
  • hum = mutação umber (opala) (leuAhum)
  • oc = mutação ocre (leuAoc)
  • R = resistente (Rif R)
  • Δ = deleção (ΔleuA)
  • - = fusão (leuA-lacZ)
  • : = fusão (leuA:lacZ)
  • :: = inserção (leuA:: Tn10)
  • Ω = uma construção genética introduzida por um cruzamento de dois pontos (ΩleuA) [citação necessária]
  • Δgene deletado::substituindo o gene = deleção com substituição (ΔleuA::nptII(Kan R) indica que o leuA gene foi excluído e substituído pelo gene para neomicina fosfotransferase, que confere resistência à canamicina, como muitas vezes observado entre parênteses para marcadores de resistência a drogas)

Editar nomenclatura de fenótipo

Quando se refere ao genótipo (o gene), o mnemônico está em itálico e não em maiúscula. Ao se referir ao produto do gene ou fenótipo, o mnemônico é a primeira letra maiúscula e não itálico (por exemplo. DnaA - a proteína produzida pela dnaA gene LeuA - - o fenótipo de um leuA Amp R mutante - o fenótipo de resistência à ampicilina do gene β-lactamase bla).

Editar nomenclatura do nome da proteína bacteriana

Os nomes das proteínas são iguais aos nomes dos genes, mas os nomes das proteínas não estão em itálico e a primeira letra é maiúscula. Por exemplo. o nome de RN / D polymerase é RpoB, e esta proteína é codificada por rpoB gene. [9]

Convenções de símbolos de genes e proteínas (gene "sonic hedgehog")
Espécies Símbolo do gene Símbolo de proteína
Homo sapiens SHH SHH
Mus musculus, Rattus norvegicus Shh SHH
Gallus gallus SHH SHH
Anolis carolinensis shh SHH
Xenopus laevis, X. tropicalis shh Shh
Danio rerio shh Shh

As comunidades de pesquisa de organismos vertebrados modelo adotaram diretrizes segundo as quais os genes dessas espécies recebem, sempre que possível, os mesmos nomes de seus ortólogos humanos. O uso de prefixos em símbolos de genes para indicar espécies (por exemplo, "Z" para peixe-zebra) é desencorajado. A formatação recomendada de genes impressos e símbolos de proteína varia entre as espécies.

Símbolo e nome Editar

Genes e proteínas de vertebrados têm nomes (normalmente sequências de palavras) e símbolos, que são identificadores curtos (normalmente de 3 a 8 caracteres). Por exemplo, o gene da proteína 4 associada a linfócitos T citotóxicos tem o símbolo HGNC CTLA4. Esses símbolos são geralmente, mas nem sempre, cunhados pela contração ou abreviação acronômica do nome. Eles são pseudo-acrônimos, no entanto, no sentido de que são identificadores completos por si próprios - nomes curtos, essencialmente. Eles são sinônimos (em vez de representar) o nome do gene / proteína (ou qualquer um de seus apelidos), independentemente de as letras iniciais "corresponderem". Por exemplo, o símbolo para o homólogo 1 do oncogene viral de timoma murino gene v-akt, que é AKT1, não pode ser considerado um acrônimo para o nome, nem qualquer um de seus vários sinônimos, que incluem AKT, PKB, PRKBA, e RAC. Assim, a relação de um símbolo de gene com o nome do gene é funcionalmente a relação de um apelido com um nome formal (ambos são identificadores completos) - não é a relação de um acrônimo com sua expansão. Nesse sentido, eles são semelhantes aos símbolos para unidades de medida no sistema SI (como km para o quilômetro), pois podem ser vistos como logogramas verdadeiros em vez de apenas abreviações. Às vezes, a distinção é acadêmica, mas nem sempre. Embora não seja errado dizer que "VEGFA" é uma sigla que significa "fator de crescimento endotelial vascular A", assim como não é errado que "km" seja uma abreviatura para "quilômetro", há mais na formalidade dos símbolos do que essas declarações capturam.

A porção raiz dos símbolos de uma família de genes (como a raiz "SERPIN" em SERPIN1, SERPIN2, SERPIN3e assim por diante) é chamado de símbolo raiz. [10]

Edição Humana

O Comitê de Nomenclatura de Genes HUGO é responsável por fornecer diretrizes de nomenclatura de genes humanos e aprovar novos nomes e símbolos de genes humanos únicos (identificadores curtos normalmente criados por abreviatura). Todos os nomes e símbolos de genes humanos podem ser pesquisados ​​online no site do HGNC [11], e as diretrizes para sua formação estão disponíveis lá. [12] As diretrizes para humanos se encaixam logicamente no escopo maior dos vertebrados em geral, e o mandato do HGNC foi recentemente expandido para atribuir símbolos a todas as espécies de vertebrados sem um comitê de nomenclatura existente, para garantir que os genes dos vertebrados sejam nomeados de acordo com seus ortólogos / parálogos. Os símbolos de genes humanos geralmente estão em itálico, com todas as letras em maiúsculas (por exemplo, SHH, para ouriço sônico). Itálico não é necessário em catálogos de genes. As designações das proteínas são iguais ao símbolo do gene, exceto pelo fato de não estarem em itálico.Como o símbolo do gene, eles estão em letras maiúsculas porque humanos (específicos para humanos ou homólogos humanos). mRNAs e cDNAs usam as mesmas convenções de formatação que o símbolo do gene. [5] Para nomear famílias de genes, o HGNC recomenda o uso de um "símbolo de raiz" [13] como a raiz para os vários símbolos de genes. Por exemplo, para a família das peroxirredoxinas, PRDX é o símbolo raiz, e os membros da família são PRDX1, PRDX2, PRDX3, PRDX4, PRDX5, e PRDX6.

Edição de rato e rato

Os símbolos dos genes geralmente estão em itálico, com apenas a primeira letra em maiúscula e as letras restantes em minúsculas (Shh) Itálico não é necessário nas páginas da web. As designações das proteínas são iguais ao símbolo do gene, mas não estão em itálico e todas estão em maiúsculas (SHH). [14]

Frango (Gallus sp.) Editar

A nomenclatura geralmente segue as convenções da nomenclatura humana. Os símbolos dos genes geralmente estão em itálico, com todas as letras em maiúsculas (por exemplo, NLGN1, para neuroligin1). As designações das proteínas são as mesmas do símbolo do gene, mas não estão em itálico, todas as letras estão em maiúsculas (NLGN1). mRNAs e cDNAs usam as mesmas convenções de formatação que o símbolo do gene. [15]

Lagarto anole (Anolis sp.) Editar

Os símbolos dos genes estão em itálico e todas as letras estão em minúsculas (shh) As designações das proteínas são diferentes do símbolo do gene, não estão em itálico e todas as letras estão em maiúsculas (SHH). [16]

Sapo (Xenopus sp.) Editar

Os símbolos dos genes estão em itálico e todas as letras estão em minúsculas (shh) As designações das proteínas são as mesmas do símbolo do gene, mas não estão em itálico, a primeira letra está em maiúscula e as letras restantes estão em minúsculas (Shh). [17]

Editar peixe-zebra

Os símbolos dos genes estão em itálico, com todas as letras em minúsculas (shh) As designações das proteínas são as mesmas do símbolo do gene, mas não estão em itálico, a primeira letra está em maiúscula e as letras restantes estão em minúsculas (Shh). [18]

Edição de "Expansão" (glosagem)

Uma regra quase universal na edição de artigos de revistas médicas e outras publicações de ciências da saúde é que as abreviações e acrônimos devem ser expandidos no primeiro uso, para fornecer um tipo de explicação de glosa. Normalmente, nenhuma exceção é permitida, exceto para pequenas listas de termos especialmente conhecidos (como DNA ou HIV) Embora os leitores com alto conhecimento no assunto não precisem da maioria dessas expansões, aqueles com conhecimento intermediário ou (especialmente) baixo são atendidos por eles de maneira adequada.

Uma complicação que os símbolos de genes e proteínas trazem para essa regra geral é que eles não são, precisamente falando, abreviações ou acrônimos, apesar do fato de que muitos foram originalmente cunhados por meio de uma etimologia abreviada ou acronômica. Eles são pseudoacrônimos (como SENTADO e KFC também são) porque não "representam" nenhuma expansão. Em vez disso, a relação de um símbolo de gene com o nome do gene é funcionalmente a relação de um apelido com um nome formal (ambos são identificadores completos) - não é a relação de um acrônimo com sua expansão. Na verdade, muitos pares de nomes de genes-símbolos de genes oficiais nem mesmo compartilham suas sequências de letras iniciais (embora alguns compartilhem). No entanto, os símbolos de genes e proteínas "se parecem com" abreviações e acrônimos, o que apresenta o problema de que "falhar" em "expandi-los" (mesmo que não seja realmente uma falha e não haja expansões verdadeiras) cria a aparência de violação do regra de soletrar todas as siglas.

Uma maneira comum de reconciliar essas duas forças opostas é simplesmente isentar todos os símbolos de genes e proteínas da regra de glosagem. Certamente, isso é rápido e fácil de fazer e, em periódicos altamente especializados, também se justifica porque todo o público-alvo possui alto conhecimento no assunto. (Os especialistas não se confundem com a presença de símbolos (sejam eles conhecidos ou novos) e eles sabem onde procurá-los online para obter mais detalhes, se necessário.) Mas para periódicos com um público-alvo mais amplo e geral, essa ação deixa os leitores sem nenhum anotação explicativa e pode deixá-los se perguntando o que significa a abreviatura aparente e por que não foi explicada. Portanto, uma boa solução alternativa é simplesmente colocar o nome oficial do gene ou uma descrição curta adequada (apelido do gene / outra designação) entre parênteses após o primeiro uso do símbolo oficial do gene / proteína. Isso atende tanto o requisito formal (a presença de um brilho) quanto o requisito funcional (ajudar o leitor a saber a que o símbolo se refere). A mesma diretriz se aplica a nomes abreviados para variações de sequência. A AMA diz: "Em publicações médicas gerais, as explicações textuais devem acompanhar os termos abreviados na primeira menção." [19] Assim, "188del11" é glosado como "uma deleção de 11 bp no nucleotídeo 188." Essa regra corolária (que forma um complemento da regra de soletrar tudo) frequentemente também segue o estilo de expansão "abreviado" que está se tornando mais prevalente nos últimos anos. Tradicionalmente, a abreviatura sempre segue a forma totalmente expandida entre parênteses no primeiro uso. Esta ainda é a regra geral. Mas, para certas classes de abreviações ou acrônimos (como acrônimos de ensaios clínicos [por exemplo, ECOG] ou regimes de poliquimioterapia padronizados [por exemplo, PICAR]), esse padrão pode ser invertido, porque a forma abreviada é mais amplamente usada e a expansão é meramente entre parênteses para a discussão em questão. O mesmo é verdadeiro para os símbolos de gene / proteína.

Sinônimos e símbolos e nomes anteriores Editar

O HUGO Gene Nomenclature Committee (HGNC) mantém um símbolo oficial e um nome para cada gene humano, bem como uma lista de sinônimos e símbolos e nomes anteriores. Por exemplo, para AFF1 (Família AF4 / FMR2, membro 1), os símbolos e nomes anteriores são MLLT2 ("leucemia mieloide / linfóide ou de linhagem mista (homólogo de tritórax (Drosophila)) translocado para, 2") e PBM1 ("parceiro 1 de leucemia monocítica de células pré-B"), e os sinônimos são AF-4 e AF4. Os autores de artigos de periódicos costumam usar o símbolo e o nome oficiais mais recentes, mas com a mesma frequência usam sinônimos e símbolos e nomes anteriores, que estão bem estabelecidos pelo uso anterior na literatura. O estilo AMA é que "os autores devem usar o termo mais atualizado" [20] e que "em qualquer discussão sobre um gene, é recomendado que o símbolo do gene aprovado seja mencionado em algum ponto, de preferência no título e no resumo se relevante." [20] Como não se espera ou se permite que os redatores reescrevam a nomenclatura do gene e da proteína ao longo de um manuscrito (exceto por instruções expressas raras em atribuições específicas), o meio termo em manuscritos que usam sinônimos ou símbolos mais antigos é que o redator adicionará uma menção de o símbolo oficial atual, pelo menos como uma descrição entre parênteses na primeira menção do gene ou proteína e consulta para confirmação.

Edição de Estilo

Algumas convenções básicas, como (1) que pares animal / homólogo humano (ortólogo) diferem em maiúsculas e minúsculas (maiúsculas e minúsculas, respectivamente) e (2) que o símbolo está em itálico quando se refere ao gene, mas não ético quando se refere a a proteína, muitas vezes não são seguidas por colaboradores de revistas médicas. Muitos periódicos têm os redatores reformulando a caixa e a formatação na medida do possível, embora em discussões genéticas complexas apenas especialistas no assunto (PMEs) possam analisá-los todos sem esforço. Um exemplo que ilustra o potencial de ambigüidade entre não PMEs é que alguns nomes de genes oficiais têm a palavra "proteína" dentro deles, então a frase "proteína cerebral I3 (BRI3) "(referindo-se ao gene) e" proteína cerebral I3 (BRI3) "(referindo-se à proteína) são ambos válidos. Manual AMA dá outro exemplo: "o gene TH" e "o º gene "pode ​​validamente ser analisado como correto (" o gene para tirosina hidroxilase "), porque o primeiro menciona o alias (descrição) e o último menciona o símbolo. Isso parece confuso na superfície, embora seja mais fácil de entender quando explicado como segue: no caso deste gene, como em muitos outros, o alias (descrição) "acontece de usar a mesma sequência de letras" que o símbolo usa. (A correspondência das letras é, obviamente, de origem acronômica e, portanto, a frase "acontece a "implica em mais coincidência do que realmente está presente, mas formulá-lo dessa forma ajuda a tornar a explicação mais clara.) Não há como um não-SME saber que este é o caso de qualquer sequência de letras em particular sem procurar todos os genes do manuscrito em um banco de dados como o NCBI Gene, revisando seu símbolo, nome e lista de alias, e fazendo algumas referências mentais e checagem dupla (além disso, ajuda a ter conhecimento bioquímico). A maioria das revistas médicas não paga (em alguns casos não pode) pagar para aquele nível de fac A verificação t como parte de seu nível de serviço de edição de cópias, portanto, continua sendo de responsabilidade do autor. No entanto, como apontado anteriormente, muitos autores fazem poucas tentativas de seguir as diretrizes de maiúsculas e minúsculas ou itálico e, em relação aos símbolos de proteínas, muitas vezes nem usam o símbolo oficial. Por exemplo, embora as diretrizes chamem a proteína p53 de "TP53" em humanos ou "Trp53" em camundongos, a maioria dos autores a chama de "p53" em ambos (e até se recusam a chamá-la de "TP53" se as edições ou consultas tentarem), não pelo menos por causa do princípio biológico de que muitas proteínas são essencialmente ou exatamente as mesmas moléculas, independentemente das espécies de mamíferos. Em relação ao gene, os autores geralmente estão dispostos a chamá-lo por seu símbolo humano específico e letras maiúsculas, TP53, e pode até fazer isso sem ser solicitado por uma consulta. Mas o resultado final de todos esses fatores é que a literatura publicada muitas vezes não segue as diretrizes de nomenclatura completamente.


Transferência de genes e recombinação genética em bactérias

Historicamente, a descoberta da transformação em bactérias precedeu os outros dois modos de transferência de genes. Os experimentos conduzidos por Frederick Griffith em 1928 indicaram pela primeira vez que um personagem controlado por genes, viz. formação de cápsula em pneumococos, poderia ser transferida para uma variedade não & tímida-capsulada dessas bactérias. Os experimentos de transformação com pneumococos eventualmente levaram a uma descoberta igualmente significativa de que os genes são feitos de DNA.

Nestes experimentos, Griffith usou duas cepas de pneumococos (Streptococcus pneumoniae): uma com uma cápsula de polissacarídeo produzindo colônias & # 8216smooth & # 8217 (tipo S) em placas de ágar que eram patogênicas. A outra cepa estava sem cápsula produzindo colônias & # 8216rough & # 8217 (tipo R) e não era patogênica.

Quando as bactérias vivas encapsuladas (bactérias S) foram injetadas em animais experimentais, como ratos de laboratório, uma proporção significativa dos ratos morreu de pneumonia e as bactérias S vivas puderam ser isoladas dos animais autopsiados.

Quando os pneumococos vivos não encapsulados (bactérias R) foram injetados de forma semelhante em camundongos, eles permaneceram inalterados e saudáveis. Além disso, quando S-pneumococci ou R-pneumococci foram mortos por calor e injetados separadamente em camundongos experimentais, os animais não apresentaram nenhum sintoma de doença e permaneceram saudáveis. Mas um resultado inesperado foi encontrado quando uma mistura de pneumococos R vivos e pneumococos S mortos pelo calor foi injetada.

Um número significativo de animais injetados morreu e, surpreendentemente, os S-pneumococos capsulados vivos puderam ser isolados dos camundongos mortos. O experimento produziu fortes evidências a favor da conclusão de que alguma substância saiu das bactérias S mortas pelo calor no ambiente e foi absorvida por algumas das bactérias R vivas, convertendo-as na forma S. O fenômeno foi denominado transformação e a substância cuja natureza ainda era desconhecida foi chamada de princípio transformador.

Com mais refinamento dos experimentos de transformação realizados subsequentemente, foi observado que a transformação da forma R para a forma S em pneumococos poderia ser conduzida mais diretamente sem envolver animais de laboratório.

Um esboço desses experimentos é desenhado esquematicamente na Fig. 9.96:

Na época em que Griffith e outros fizeram os experimentos de transformação, a natureza química do princípio de transformação era desconhecida. Avery, Mac Leod e McCarty assumiram essa tarefa pela eliminação gradual de diferentes componentes do extrato livre de células de pneumococos encapsulados para descobrir o componente que possuía a propriedade de transformação.

Após vários anos de pesquisa meticulosa, eles descobriram que uma amostra altamente purificada do extrato celular contendo pelo menos 99,9% de DNA de S-pneumococos poderia transformar em média uma bactéria da forma R por 10.000 em uma forma S. Além disso, a capacidade de transformação da amostra purificada foi destruída pela DNase. Essas descobertas feitas em 1944 forneceram a primeira evidência conclusiva para provar que o material genético é DNA.

Foi demonstrado que um caráter genético, como a capacidade de sintetizar uma cápsula polissacarídica em pneumococos, poderia ser transmitido a bactérias sem essa propriedade por meio de transferência de DNA. Em outras palavras, o gene que controla essa capacidade de sintetizar o polissacarídeo capsular estava presente no DNA dos S-pneumococos.

Assim, a transformação pode ser definida como um meio de transferência horizontal de genes mediada pela absorção de DNA livre por outras bactérias, seja espontaneamente do meio ambiente ou por absorção forçada em condições de laboratório.

Consequentemente, a transformação em bactérias é chamada de:

Pode ser apontado para evitar mal-entendidos que o termo & # 8216transformação & # 8217 carrega um significado diferente quando usado em conexão com organismos eucarióticos. Na biologia celular eucariótica, este termo é usado para indicar a capacidade de uma célula normal diferenciada de recuperar a capacidade de se dividir ativamente e indefinidamente. Isso acontece quando uma célula normal do corpo é transformada em uma célula cancerosa. Essa transformação em uma célula animal pode ser devido a uma mutação ou por meio da absorção de DNA estranho.

(a) Transformação Natural:

Na transformação natural das bactérias, fragmentos livres e nus de DNA de fita dupla ficam presos à superfície da célula receptora. Essas moléculas de DNA livres tornam-se disponíveis no ambiente por decomposição natural e lise de bactérias.

Após a fixação à superfície bacteriana, o fragmento de DNA de fita dupla é cortado e uma fita é digerida pela nuclease bacteriana resultando em um DNA de fita simples que é então levado pelo receptor por um sistema de transporte que requer energia.

A capacidade de absorver DNA é desenvolvida nas bactérias quando elas estão na fase logarítmica tardia de crescimento. Essa habilidade é chamada de competência. O DNA de fita simples que chega pode então ser trocado por um segmento homólogo do cromossomo de uma célula receptora e integrado como uma parte do DNA cromossômico, resultando em recombinação. Se o DNA que chega não consegue se recombinar com o DNA cromossômico, ele é digerido pela DNase celular e é perdido.

No processo de recombinação, o tipo de proteína Rec A desempenha um papel importante. Essas proteínas se ligam ao DNA de fita simples à medida que ele entra na célula receptora, formando um revestimento ao redor da fita de DNA. A fita de DNA revestida então se liga fracamente ao DNA cromossômico, que é de fita dupla. A fita de DNA revestida e o DNA cromossômico movem-se em relação um ao outro até que as sequências homólogas sejam obtidas.

Em seguida, as proteínas do tipo RecA deslocam ativamente uma fita do DNA cromossômico, causando um corte. O deslocamento de uma fita do DNA cromossômico requer hidrólise de ATP, ou seja, é um processo que requer energia.

A fita de DNA de entrada é integrada por emparelhamento de bases com a fita simples do DNA cromossômico e ligação com DNA-ligase. A fita deslocada da dupla hélice é cortada e digerida pela atividade celular da DNase. Se houver alguma incompatibilidade entre as duas fitas de DNA, elas serão corrigidas. Assim, a transformação é concluída.

A sequência de eventos na transformação natural é mostrada esquematicamente na Fig. 9.97:

A transformação natural foi relatada em várias espécies bacterianas, como Streptococcus pneumoniae. Bacillus subtilis, Haemophilus influenzae, Neisseria gonorrhoae etc., embora o fenômeno não seja comum entre as bactérias associadas a humanos e animais. Observações recentes indicam que a transformação natural entre as bactérias que vivem no solo e na água pode não ser tão rara. Isso sugere que a transformação pode ser um modo significativo de transferência horizontal de genes na natureza.

(b) Transformação Artificial:

Por muito tempo, a E. coli - um organismo muito importante empregado como modelo na pesquisa genética e biológica molecular - foi pensada como não passível de transformação, porque esse organismo não é naturalmente transformável.

Foi descoberto mais tarde que as células de E. coli também podem se tornar competentes para absorver DNA exógeno, submetendo-as a tratamentos químicos e físicos especiais, como alta concentração de CaCl2 (choque de sal), ou exposição a campo elétrico de alta tensão. Sob tais condições artificiais, as células são forçadas a absorver DNA estranho, contornando o sistema de transporte que opera em bactérias naturalmente transformáveis. O tipo de transformação que ocorre em E. coli é denominado artificial. Neste processo, as células receptoras são capazes de absorver fragmentos de DNA de fita dupla, que podem ser lineares ou circulares.

No caso de transformação artificial, o estresse físico ou químico força as células receptoras a absorver DNA exógeno. O DNA de entrada é então integrado no cromossomo por recombinação homóloga mediada pela proteína RecA.

As duas moléculas de DNA com sequências homólogas trocam partes por cruzamento. A proteína RecA catalisa o anelamento de dois segmentos de DNA e troca de segmentos homólogos. Isso envolve cortar as fitas de DNA e selar novamente as partes trocadas (quebra e reunião).

Um modelo geralmente aceito que explica a recombinação homóloga é esquematicamente mostrado na Fig. 9.98:

Co-Transformação:

É óbvio que se o DNA exógeno que entra em uma célula bacteriana receptora contém genes marcadores conhecidos, digamos x, y e z, então esses genes aparecem nos transformantes, desde que o segmento ou segmentos contendo esses genes sejam integrados com sucesso no cromossomo hospedeiro. Quando x e y ou x e z ou y e z aparecem no mesmo transformante, o fenômeno é chamado de cotransformação e o transformante particular é chamado de co-transformante.

Naturalmente, a probabilidade de co-transformação e, portanto, a frequência de co-trans-formantes depende da distância relativa entre o par de genes marcadores. Para detectar a co-transformação, a bactéria receptora deve ter os genes recessivos correspondentes, x, y & # 8211 ez & # 8211, porque somente então a presença dos genes x, y e z pode ser detectada. Por conveniência, os genes x, y e z podem ser representados como x +, y + e z +.

A frequência de co-transformação pode ser usada para preparar mapas de genes. Assim, se for observado que os transformantes x + y + aparecem com mais frequência do que x + z +, pode-se concluir que x + ey + estão mais próximos de cada um mais oleosos do que x + e z +.

Como o DNA de transformação geralmente consiste em fragmentos, um fragmento particular pode ou não conter um gene marcador. Se o fragmento captado por uma célula não contém nenhum gene marcador, não haverá transformação dos genes marcadores, embora outros genes não levados em consideração possam estar presentes. Se o fragmento tomado pelo receptor contém um marcador x + ou y +, ou ambos os marcadores x + e y +, os trans-formantes podem ter os genótipos, x + x-, y + y- ou x + xy + y & # 8211. Apenas o último genótipo representa um co-transformante.

Agora, se a probabilidade de transformantes x + x & # 8211 ey + y & # 8211 na população for 10 -3 cada, então a probabilidade de co-transformação de x + x & # 8211 y + y & # 8211 também será 10 -3, desde que x + ey + estejam presentes no mesmo fragmento de DNA. Mas se x + e y + estão presentes em fragmentos de DNA diferentes, a probabilidade de assumir os dois fragmentos simultaneamente será de 10 -3 x 10 -3, isto é, 10 -6.

O mesmo argumento vale para todos os pares. A probabilidade de x +, y + e z + ocorrerem em fragmentos diferentes sendo co-transformados é muito menor, na ordem de 10 -3 x 10 -3 x 10 -3, isto é, 10-9. Por outro lado, se x +, y + e z + ocorrerem no mesmo fragmento, a probabilidade dos três genes serem cotransformados será de 10 -3. Assim, a partir das medidas de probabilidade, é possível construir um mapa gênico mostrando as distâncias relativas entre os genes, bem como sua ordem no cromossomo.

O princípio de usar a co-transformação como uma ferramenta para mapeamento de genes é ilustrado na Fig. 9.99:

Modo # 2. Transdução:

A transdução é outra forma de transferência horizontal de genes em bactérias, mediada pela transdução de bacteriófagos que atuam como veículos de transferência de DNA de uma bactéria para outra, geralmente pertencentes à mesma espécie, porque espécie, porque os fagos são específicos do hospedeiro.

Dois tipos de transdução são distinguidos:

eu. Transdução generalizada e

ii. Transução especializada ou restrita.

No primeiro tipo, os bacteriófagos infectam uma bactéria hospedeira e as partículas de fago da progênie são montadas. Alguns desses bacteriófagos descendentes incorporam DNA do hospedeiro em suas cabeças.

Quando tais bacteriófagos infectam outra célula hospedeira após serem liberados por lise, aqueles que carregam o DNA do hospedeiro também o injetam na célula, onde pode ser incorporado ao cromossomo bacteriano, resultando em recombinação genética. Na transdução restrita, os bacteriófagos temperados participam, os quais têm dois tipos alternativos de ciclos de vida, & # 8211 um ciclo lítico e um ciclo lisogênico. O fago temperado carrega ambos os fagos, carrega o DNA do fago e, ocasionalmente, também algumas porções do DNA do hospedeiro retiradas de locais restritos do cromossomo do hospedeiro.

Quando as partículas de fago liberadas infectam novas células hospedeiras, elas transmitem o DNA do fago junto com os fragmentos de DNA do hospedeiro. À medida que o bacteriófago entra em um estado lisogênico no hospedeiro infectado, o DNA do fago e o DNA bacteriano do hospedeiro anterior são integrados em seu cromossomo por troca de partes resultando em recombinação genética.

(i) Transdução Generalizada:

A transdução foi descoberta por Zinder e Lederberg em 1952 quando eles procuravam por um sistema de conjugação do tipo E. coli em Salmonella typhimurium. Uma mistura de duas culturas de mutantes auxotróficos desta bactéria diferindo em caracteres contrastantes foi encontrada para produzir um pequeno número de recombinantes prototróficos. Por exemplo, duas populações de auxotróficos & # 8217s com fenótipos, A + B & # 8211 e A & # 8211 B +, foram misturadas em meio de crescimento e, na incubação, produziram algumas bactérias com fenótipo A + B +.

Para ter certeza de que a origem dos protótrofos era devido à conjugação, eles pegaram as duas culturas em dois braços de um tubo em U separados por um filtro de vidro que impedia fisicamente o contato célula-célula das duas populações, o que é essencial para a conjugação. Também sob esta condição, os protótrofos apareceram sugerindo que a troca gênica não era devida à conjugação.

O fato de não ser devido à transformação também foi comprovado pelo tratamento com DNase, que destrói o DNA livre livre. Foi finalmente provado que a troca gênica foi mediada pelo bacteriófago P22 que infecta S. typhimurium e algumas outras espécies de Salmonella. Esse novo modo de troca gênica que leva à recombinação genética foi denominado transdução.

Na transdução generalizada, o fago de transdução infecta um hospedeiro bacteriano da maneira usual por ligação e injeção de seu DNA. O DNA e as proteínas do fago são sintetizados e o cromossomo bacteriano é dividido em pequenos fragmentos. Durante a maturação das partículas de fago da progênie, os fragmentos de DNA do hospedeiro com aproximadamente o mesmo tamanho do DNA do fago são empacotados inadvertidamente em algumas cabeças de fago.

Após a liberação por lise da célula hospedeira infectada, tais partículas de fago aberrantes ou defeituosas podem infectar novas células hospedeiras e injetar o DNA na célula. Mas, como o DNA desses fagos é de origem bacteriana e não contém genes de fago necessários para a replicação, seu ciclo de vida não é concluído. Em vez disso, o DNA pode ser integrado no cromossomo bacteriano por recombinação homóloga.

Desta forma, um ou mais genes podem ser transferidos de uma bactéria para outra. Por exemplo, se um fago de transdução que transporta um gene bacteriano que controla a motilidade infecta uma bactéria mutante não móvel, a última pode adquirir a propriedade de motilidade.

Uma característica dos fagos de transdução que medeiam a transdução generalizada é que qualquer parte do cromossomo bacteriano pode ser transferida sem qualquer restrição em relação ao local. Em geral, o fragmento em uma cabeça de fago particular é cerca de um centésimo parte do cromossomo bacteriano. Além disso, a frequência de um fago aberrante carregando DNA bacteriano em sua cabeça na população total de fagos é muito baixa, não mais do que 1 em 10 5 a 10 7.

Um exemplo bem estudado de transdução generalizada é pelo fago PI de E. coli K12. PI é um fago temperado que também possui um ciclo lítico, como outros fagos temperados. O PI DNA tem um peso molecular de 5,9 x 10 7 Daltons. Ele codifica uma DNase que pode clivar o cromossomo bacteriano em fragmentos com peso molecular de 1 x 10 7 a 1 x 10 8 Daltons. Como as partículas de fago são montadas após a replicação ativa, um dos fragmentos de DNA do hospedeiro pode ser tomado por engano e empacotado na cabeça. Essas partículas de fago tornam-se defeituosas e são os fagos de transdução.

Como a DNase codificada pelo fago cliva o DNA bacteriano aleatoriamente, o fragmento empacotado em uma cabeça de fago defeituosa pode se originar de qualquer parte do cromossomo bacteriano. Essas partículas defeituosas são liberadas junto com um grande número de fagos PI normais que não estão transduzindo. Por razões, o DNA transportado pelas partículas de fago de transdução pode ser injetado em novas bactérias hospedeiras, mas sem replicação e produção de novos fagos descendentes.

No entanto, como o DNA dos fagos PI de transdução é de origem bacteriana, ele pode ser integrado no cromossomo de E. coli. Por exemplo, quando é permitido ao fago PI infectar uma cepa de E. coli resistente à ampicilina (amp r), alguns dos fagos de transdução empacotarão o fragmento contendo o gene amp r. Esses fagos de transdução ao infectar uma cepa de E. coli sensível à ampicilina (amp S) irão transferir o gene amp & # 8217, tornando a cepa sensível resistente.

Uma representação esquemática da transdução generalizada é mostrada na Fig. 9.100:

Como a co-transformação, a transdução generalizada também pode ser usada como uma ferramenta para mapeamento de genes. No caso de um único fragmento do cromossomo bacteriano conter dois genes marcadores intimamente ligados, ambos podem ser transduzidos em uma célula hospedeira juntos, resultando em co-transdução.

No sistema de fago E. coli-Pl, um número de pares de genes foi encontrado para ser co-transduzido, muitas vezes, indicando sua ligação estreita. Por exemplo, os genes que controlam a síntese de treonina (thr) e leucina (leu), ou síntese de leucina e resistência à azida (azi y), ou resistência à estreptomicina (sir r) e utilização de malato (mal) são co-transduzidos com bastante frequência. Por outro lado, os marcadores que estão localizados tão afastados uns dos outros que não podem ser incluídos em um fragmento do tamanho que pode ser empacotado em uma única cabeça de fago nunca são co-transduzidos juntos.

Assim, no sistema de fago E. coli-PI, thr e leu pair ou leu-azi y par são co-transduzidos separadamente, mas thr-azi y par nunca é co-transduzido. Isso significa que o par de genes thr-azi está muito distante no cromossomo de E. coli para ser incluído em um fragmento que se encaixa na cabeça do fago. Também é evidente que a ordem dos genes é thr-leu-azi y no cromossomo bacteriano.

A partir da frequência de cotransdutores, as distâncias relativas dos genes marcadores podem ser determinadas. Por exemplo, se o par leu-azi y for mais frequente entre os cotransdutantes do que thr-leu, isso significaria que leu está mais próximo de azi y do que thr. Assim, pela análise de um grande número de contransduções, é possível preparar um mapa genético do organismo em questão (Fig. 9.101).

Além de ser usada como um instrumento para mapeamento de genes, a transdução generalizada tem sido amplamente utilizada para transferir genes em pesquisas genéticas. O desenvolvimento da moderna tecnologia de DNA recombinante substituiu amplamente a necessidade de transdução sendo usada para transferência de genes. Mas em condições ambientais naturais, a transdução provavelmente desempenha um mecanismo significativo para a transferência horizontal de genes.

(ii) Transdução Restrita:

A transdução restrita é mediada por certos bacteriófagos temperados, como o fago λ (fago lambda) de E. coli, que entra em uma relação lisogênica com a bactéria hospedeira. Este tipo de fago normalmente não causa uma lise do hospedeiro; em vez disso, o DNA do fago é integrado no cromossomo do hospedeiro, onde é replicado como parte do cromossomo por muitas gerações no estado de profago.

Ocasionalmente, o DNA do fago pode ser liberado do cromossomo e pode se multiplicar ativamente para formar muitas cópias e sintetizar proteínas do fago para formar novas partículas de fago progênie que realizam um ciclo lítico. Essa mudança do estado lisogênico para o ciclo lítico é conhecida como indução.

A liberação do DNA do fago do cromossomo hospedeiro - conhecido como excisão - é, em raras ocasiões, imperfeita, de modo que uma região do DNA do hospedeiro situada em cada lado do DNA do profago pode ser incluída no DNA do fago excisado. Quando esse DNA de fago defeituoso é empacotado em uma cabeça de fago, o fago descendente ao ser liberado e ao infectar outra célula hospedeira transmite o DNA bacteriano junto com seu próprio DNA para a célula hospedeira infectada.

Na integração com o DNA do hospedeiro, o DNA do fago, junto com a porção do DNA bacteriano por ele transportado, torna-se parte do cromossomo do hospedeiro, causando assim a transdução. Uma vez que esse tipo de bacteriófago pode ser integrado apenas em locais específicos do cromossomo hospedeiro, eles podem causar a transferência apenas de segmentos específicos do DNA do hospedeiro de uma célula para outra.

Portanto, este tipo de transdução é designado como restrito ou especializado para distinguir de transdução generalizada. A transdução restrita ocorre apenas em baixa frequência, geralmente na ordem de 10 -6 a 10 -7, o que indica que a excisão incorreta é um fenômeno raro.

O agente mais conhecido que medeia a transdução restrita é o λ-fago de E. coli. Este fago contém uma molécula de DNA linear de fita dupla como seu genoma no vírion e tem 4.650 pares de bases com extremidades coesivas de fita simples de 12 pares de bases. Quando o fago infecta uma célula de E. coli, o DNA linear injetado circulariza com os segmentos coesivos de fita simples complementares e esse DNA circular é integrado no cromossomo de E. coli com cerca de 4700 x 10 3 pares de bases. A integração resulta no aumento do comprimento do cromossomo bacteriano em cerca de 1%.

A integração das duas moléculas circulares de DNA, viz. O λ-DNA e o cromossomo circular de E. coli ocorrem em locais específicos de ambos os DNAs e resultam na inserção linear do λ-DNA no cromossomo circular. Os locais de fixação do cromossomo λ-DNA e E. coli são conhecidos como POP & # 8217 e BOB & # 8217, respectivamente. Durante a integração, o cruzamento ocorre entre esses locais e a ordem do gene do λ-DNA é invertida (Fig. 9.102).

Após a integração, o λ-DNA permanece como um profago na célula hospedeira, que é então chamado de lisogênio. No lisogênio, os genes λ são mantidos em um estado reprimido por um repressor produzido por um gene λ que é o único gene viral que permanece funcional na condição lisogênica.

O hospedeiro lisogênico pode crescer indefinidamente sem a expressão dos outros genes λ. No entanto, os genes do fago podem ser ocasionalmente ativados espontaneamente ou por agentes externos, como a luz ultravioleta - por meio de um processo conhecido como indução. Na indução, o DNA do fago é excisado do cromossomo bacteriano novamente em uma forma circular, revertendo o processo de integração. Enquanto a integração é catalisada pela enzima integrase, a excisão é catalisada pela excisionase. A excisionase liga-se à integrase, fazendo-a reverter o processo.

Como consequência, as sequências de fixação originais, POP & # 8217 e BOB & # 8217, são recriadas e o λ-DNA é liberado do cromossomo em sua forma circular. Embora a excisão seja amplamente precisa, em raras ocasiões, em uma célula por milhão ou dez milhões (10 -6 a 10 -7), ela pode ser imprecisa.

Quando tal evento ocorre, o locus gal ou o locus biológico do cromossomo de E. coli podem ser incluídos no λ-DNA. Muitas dessas excisões imprecisas produzem segmentos de DNA que são muito grandes ou muito pequenos para serem empacotados na cabeça λ e eles são perdidos. Mas excisões aberrantes às vezes produzem um segmento de DNA de comprimento correto para caber na cabeça do fago. O fago, as partículas de progênie, em tal caso, contêm gal ou bio loci em suas cabeças junto com λ-DNA.

No entanto, essas partículas de fago são freqüentemente defeituosas, porque algumas partes do DNA do fago podem não ser incluídas no segmento de DNA empacotado em suas cabeças. Esses fagos λ gal ou bio-transdutores são incapazes de completar seu ciclo de vida por si próprios, porque são incapazes de realizar certas funções controladas pelos genes do fago que faltam.

Com a ajuda de fagos λ normais, os fagos defeituosos especializados (restritos) gal ou biotransdução podem crescer em uma bactéria hospedeira e integrar o gal ou bio loci em seu cromossomo, causando a transdução desses genes. A excisão aberrante que produz fagos de transdução de λ-gal e λ-bio e a transdução restrita são mostradas em diagrama na Fig. 9.103.

Modo # 3. Conjugação bacteriana:

O terceiro mecanismo de transferência de genes em bactérias é a conjugação. Nesse mecanismo, o DNA é transferido de uma célula doadora para uma receptora por meio do contato célula a célula. Verificou-se que a conjugação ocorre em várias bactérias. Foi descoberto pela primeira vez em 1946 por Lederberg e Tatum em E. coli. Outros organismos capazes de transferência de genes por meio de conjugação incluem Shigella, Salmonella, Pseudomonas, etc. A capacidade de conjugar é conferida por genes presentes em plasmídeos. Em E. coli, este plasmídeo é conhecido como fator de fertilidade ou plasmídeo F. As bactérias que possuem o plasmídeo F são consideradas & # 8216male & # 8217 porque podem atuar como doadoras na conjugação.

A célula receptora que está sem o plasmídeo F (F & # 8211) é considerada como & # 8216feminino & # 8217. Na conjugação envolvendo células F + e F, uma cópia do fator de fertilidade é transferida através de uma ponte de acasalamento do doador para o receptor. Como resultado, o receptor também se torna uma célula F + e pode atuar como um doador, enquanto a célula F + original continua a permanecer como F & # 8211 porque uma cópia do plasmídeo F é retida. A capacidade de agir como doador, ou seja, a masculinidade, deve-se aos genes do plasmídeo F.

O plasmídeo F pode permanecer livre na célula, isto é, independente do cromossomo, ou pode ser integrado como um epissoma no DNA cromossômico. Quando uma célula F + de E. coli com o plasmídeo F livre se conjuga com uma célula F & # 8211, o plasmídeo sozinho é transferido sem qualquer transferência de genes cromossômicos. A transferência de genes cromossômicos do doador para o receptor ocorre apenas quando o plasmídeo F é integrado ao cromossomo, resultando na formação de um macho Hfr (alta frequência de recombinação).

(i) Plasmídeo F:

O plasmídeo F de E. coli é um elemento genético extracromossômico autotransmissível e de baixo número de cópias que medeia sua própria transferência. O processo de transferência requer produtos de um bom número de genes (cerca de 40) que estão localizados no próprio plasmídeo. Entre as funções mais importantes desses genes estão as relacionadas com a replicação do plasmídeo, produção de sexo ou F-pili e a formação de uma ponte de acasalamento entre as células conjugadas F + e F & # 8211.

O plasmídeo F é uma molécula de DNA circular de fita dupla comparativamente grande, com cerca de 100.000 pares de bases e peso molecular de cerca de 63 x 10 6 Daltons. O plasmídeo se replica uma vez em cada ciclo celular e as moléculas filhas são segregadas em células filhas. O número de cópias por célula é um ou dois.

A transferência do plasmídeo F de um doador para um receptor é acompanhada pela replicação do plasmídeo. Quando as duas células conjugadas entram em contato e uma ponte de acasalamento foi formada, o plasmídeo se replica pelo modelo de círculo rolante e uma cópia de fita simples é transferida para o receptor.

O novo DNA é sintetizado tanto no doador quanto no receptor, de modo que os plasmídeos em ambas as células se tornem de fita dupla e circulares ao selar as extremidades abertas por meio da ligase. Quando um pequeno número de células F + é misturado com um grande número de células F & # 8211, todas as células se tornam F + após algum tempo, porque as células F & # 8211 se tornam F + e podem atuar como doadoras.

(ii) O Processo de Conjugação:

Um gene de plasmídeo F confere a capacidade de produzir apêndices longos semelhantes a cabelos, conhecidos como sex pili (F-pili). Esses apêndices estabelecem contato com as células F sem os pili sexuais. O pilus sexual é então retraído dentro da célula P, fazendo com que a célula F entre em contato com a célula F. As enzimas codificadas pelo plasmídeo F são então usadas para construir uma ponte de acasalamento que estabelece um contato direto entre as duas células conjugadas.

Em seguida, a replicação do plasmídeo F começa produzindo um entalhe em uma única fita do DNA do plasmídeo de fita dupla em um local específico, chamado de origem de transferência (OriT). Uma proteína (provavelmente a enzima de corte) permanece ligada à extremidade 5 & # 8242 da fita de DNA cortada e efetua a transferência da fita cortada para a célula receptora (F) através da ponte de acasalamento.

A replicação do DNA plasmídeo ocorre pelo modelo de círculo rolante no qual a fita que está sendo transferida é regenerada por nova síntese de DNA na direção 5 & # 8242 - & gt 3 & # 8242. Simultaneamente, uma fita de DNA complementar à fita transferida é sintetizada na célula F. Após a conclusão da transferência, os dois fios regenerados são selados por ligaso. As duas células se separam e cada uma delas agora tem uma cópia do plasmídeo F completo. Assim, tanto o doador quanto o receptor tornam-se F +.

As sequências de eventos no processo de conjugação são mostradas na Fig.9.104 .:

(iii) Células Hfr e transferência de genes cromossômicos:

No sistema de conjugação F + x F & # 8211, apenas o plasmídeo F é transferido para o receptor e o cromossomo não desempenha nenhum papel. Mas nos experimentos pioneiros conduzidos por Lederberg e Tatum, eles observaram recombinação de genes cromossômicos.

A transferência cromossômica do gene ocorre, mas apenas quando o plasmídeo F é integrado ao cromossomo da célula hospedeira & # 8217s levando à formação de um macho Hfr. Um homem Hfr pode se conjugar com um receptor F & # 8211 de maneira semelhante a uma célula F. Antes de entrar nos detalhes da conjugação Hfr x F & # 8211, os experimentos originais de Lederberg e Tatum que provaram que a troca de genes ocorre por conjugação em E. coli podem ser brevemente revisados.

Lederberg e Tatum empregaram dois auxotróficos duplos & # 8217s de E. coli K 12, cada um incapaz de sintetizar dois metabólitos essenciais. Um auxotrofo duplo foi incapaz de sintetizar biotina (B & # 8211) e metionina (M & # 8211) e o outro foi incapaz de sintetizar treonina (T & # 8211) e leucina (L & # 8211). Os genótipos dos dois auxotróficos & # 8217s podem ser escritos como B & # 8211 M & # 8211 T + L + e B + M + FL & # 8211. O primeiro exigia a adição de biotina e metionina no meio de crescimento e, na ausência de um ou de ambos os fatores de crescimento, o auxotrófico duplo não poderia crescer.

Da mesma forma, o segundo auxotrofo necessitou obrigatoriamente de treonina e leucina no meio de crescimento. Obviamente, em um meio mínimo que suporta o crescimento de E. coli K 12 de tipo selvagem que não contém nenhum dos quatro fatores de crescimento, nenhum dos dois auxotróficos duplos & # 8217s pode crescer. A justificativa por trás do uso de auxotrófico duplo & # 8217s era descartar a possibilidade de mutações reversas surgirem espontaneamente. Se uma mutação reversa - digamos de B & # 8211 para B + ou de M & # 8211 para M + - ocorre em uma frequência de 10 -6, a chance de duas mutações ocorrerem simultaneamente é de apenas 10 -12, o que é altamente improvável.

Quando uma mistura dos dois auxotróficos duplos & # 8217s foi deixada crescer em um meio contendo todos os quatro fatores de crescimento, viz. biotina, metionina, treonina e leucina e uma alíquota foi semeada em a. ágar mínimo contendo nenhum dos fatores de crescimento, um pequeno número de colônias bacterianas foram encontradas. Essas colônias evidentemente possuíam o genótipo B + M + T + L + como aquele da E. coli K 12 de tipo selvagem.

Os resultados indicaram que os genes B + M + do auxotrofo duplo B + M + T & # 8211 L & # 8211 entraram na formação de auxotrofo B & # 8211 M & # 8211 T + L +, o B + M + T + L +, ou, alternativamente, genes TL + do auxotrofo B & # 8211 M & # 8211 T + L + foram transferidos para o auxotrofo B + M + T & # 8211 L & # 8211. Em ambos os casos, a troca genética entre os dois auxotróficos duplos & # 8217s deve ter ocorrido.

Que o contato célula a célula era essencial para tal troca de genes foi provado pelo crescimento das duas cepas (auxotrófico duplo & # 8217s) em dois braços de um tubo em U separados por um filtro de vidro que evitou o contato celular. Nenhum recombinante pôde ser recuperado sob essas condições.

O princípio desses experimentos está representado em diagrama na Fig. 9.105 .:

Uma célula Hfr se origina quando o plasmídeo F é anexado ao seu cromossomo e a célula funciona como um doador durante a conjugação com uma célula F & # 8211. A ligação do plasmídeo F ao cromossomo é um evento raro, então a origem de um macho Hfr na população ocorre apenas ocasionalmente com uma frequência muito baixa.

Os locais de ligação do cromossomo de E. coli contêm sequências de inserção que são capazes de reconhecer o DNA do plasmídeo F. Existem vários locais de fixação no cromossomo, cada um dando origem a uma cepa Hfr diferente.

A integração do F-DNA no cromossomo ocorre por recombinação recíproca de uma sequência homóloga. O F-DNA circular torna-se linear após a integração e é responsável por cerca de 2% do DNA total (Fig. 9.106).

Quando um homem Hfr se conjuga com uma célula F & # 8211, o F integrado medeia a transferência de DNA cromossômico para o receptor, onde ocorre a recombinação entre o DNA transferido e o cromossomo receptor por cruzamento. Os eventos iniciais em um acasalamento Hfr x P são semelhantes aos do acasalamento F + x F & # 8211. As células de acasalamento, Hfr-macho e o receptor P, são colocadas em contato com a ajuda de sex-pili e uma ponte de acasalamento é formada.

Em seguida, o cromossomo F integrado começa a se replicar pelo mecanismo de círculo rolante. A replicação começa no OriT, que está situado no F-DNA. A extremidade 3 e # 8242 livre do fio de alongamento é transferida através da ponte de acoplamento para a célula receptora. Como a replicação se origina no F-DNA, uma pequena parte do F-DNA é transferida primeiro, seguida pela fita cromossômica do DNA, enquanto o resto do F-DNA permanece ligado na extremidade posterior do cromossomo F integrado.

Demora cerca de 100 minutos para a transferência de todo o DNA de fita simples integrado com F para o receptor. No entanto, uma característica da conjugação Hfr x F & # 8211 é que as células de acasalamento na maioria das vezes se separam antes de 100 minutos, de modo que apenas uma parte do DNA integrado em F é transferido para o receptor. Como resultado, uma parte do F-DNA é deixada para trás no doador Hfr.

Assim, na maioria dos cruzamentos Hfr x F & # 8211, o receptor permanece P e não se torna P. Outra característica distintiva entre os cruzamentos Hfr x F & # 8211 e F + x F & # 8211 é que o F-DNA transferido não circular devido à ausência do F-DNA completo. Além disso, o F-DNA transferido não pode se replicar no receptor, porque todos os genes necessários para a replicação independente do plasmídeo F não estão presentes.

Apenas raramente a conjugação prossegue até a conclusão quando o receptor se torna P. Sob tal circunstância, o F-DNA se separa da fita cromossômica de DNA, gera uma fita complementar e se circulariza para produzir um plasmídeo F, tornando o receptor P masculino.

Depois que os parceiros de acasalamento se separam, a parte do DNA transferida é replicada da maneira usual. Este segmento de DNA de fita dupla contendo genes do cromossomo Hfr são recombinados por cruzamento com o segmento homólogo do cromossomo do receptor F & # 8211 que efetua a recombinação genética. Essas recombinações foram observadas por Lederberg e Tatum em seus experimentos.

Os eventos que ocorrem nos cruzamentos Hfr x F & # 8211 são mostrados esquematicamente na Fig. 9.107:

As principais diferenças entre os sistemas de conjugação F + x F & # 8211 e Hfr x F & # 8211 estão resumidas na Tabela 9.7 .:

(iv) Acasalamento interrompido e mapeamento genético:

O tempo necessário para a transferência do cromossomo F-integrado Hfr de E. coli é de 100 minutos em condições ideais, embora a transferência de todo o cromossomo seja de ocorrência rara. O par de acasalamento geralmente se separa antes de 100 minutos. A separação dos parceiros de acasalamento também pode ser efetuada artificialmente por agitação vigorosa em um liquidificador.

Isso é chamado de técnica de acasalamento interrompido. Ao adotar essa técnica em diferentes intervalos de tempo após os dois parceiros de acasalamento, isto é, as células Hfr e F & # 8211 são misturadas, é possível detectar os genes que foram transferidos do doador para o receptor em qualquer ponto específico do tempo. A identificação dos genes transferidos em diferentes intervalos no caso de um determinado Hfr-donox permite determinar a ordem dos genes e preparar um mapa genético.

Nesse mapa, a distância entre os genes é expressa em termos de tempo, levando todo o cromossomo de E. coli a ter 100 minutos de duração. Ao empregar diferentes cepas Hfr nas quais o F-DNA está integrado em diferentes locais do cromossomo circular, tornou-se possível construir o mapa genético completo de E. coli contendo cerca de 2.000 genes. As distâncias relativas entre os genes são mostradas em minutos. Uma representação simplificada do mapa de E. coli é mostrada na Fig. 9.108 com alguns genes selecionados.

As características importantes do acasalamento interrompido entre células Hfr x F & # 8211 de E. coli são brevemente mencionadas abaixo:

(a) A transferência do cromossomo Hfr para a célula P começa em um ponto particular no cromossomo determinado pelo local de integração do plasmídeo F. Isso significa que em diferentes cepas Hfr, a transferência começa em diferentes articulações do cromossomo Hfr.

(b) Os cortes integrados de F-DNA no locus OriT e uma parte do F-DNA formam a extremidade principal do cromossomo Hfr sendo transferido (ver Fig. 9.107). Os genes cromossômicos entram no receptor em uma ordem linear. O primeiro gene está logo atrás da parte do F-DNA que forma a extremidade principal. Outros genes seguem sucessivamente.

(c) O tempo de entrada de qualquer gene específico é o tempo que ele leva para entrar no receptor, calculado a partir do tempo de mistura das células Hfr e F & # 8211. O tempo de entrada, expresso em minutos, é determinado pela técnica de acasalamento interrompido.

(d) O número de células F & # 8211 mostrando a presença de um gene específico transferido do doador Hfr aumenta com o tempo até que um máximo seja atingido. Isso acontece porque todas as células doadoras de uma cepa Hfr não começam a transferir genes ao mesmo tempo. O máximo é alcançado porque todas as células não presentes na população transferiram o gene específico para os receptores. Uma representação gráfica da entrada de dois genes hipotéticos xey é mostrada na Fig. 9.109.

(e) Embora sob condições seletivas apropriadas, um gene que entra em uma célula receptora pode ser expresso assim que entra, a recombinação genética permanente ocorre somente após o gene ter sido incorporado no cromossomo F & # 8211 por recombinação homóloga.

Os genes de entrada, transferidos da cepa Hfr, substituem genes homólogos de F & # 8211. Os segmentos substituídos de DNA contendo esses genes, bem como os segmentos do cromossomo Hfr que não foram incorporados ao cromossomo F & # 8211, são eventualmente hidrolisados ​​por nucleases celulares.

(f) Em diferentes cepas Hfr de E. coli, o plasmídeo F é integrado em diferentes loci do cromossomo. Existem vários sites onde o F pode ser integrado. Como resultado, a ordem linear dos genes durante a entrada no receptor é diferente em cada cepa de Hfr. Além disso, o plasmídeo F pode ser integrado em duas orientações diferentes. Isso também muda a ordem linear dos genes.

As ordens de genes em três cepas Hfr hipotéticas são diagramaticamente ilustradas na Fig. 9.110:

Um mapa genético composto do cromossomo circular pode ser produzido combinando as sequências gênicas dos segmentos cromossômicos transferidos de diferentes cepas Hfr, mesmo se as porções transferidas estiverem em fragmentos como mostrado na Fig. 9.111:

(g) A fim de detectar a entrada de um gene na célula receptora, torna-se necessário identificar tais células em uma população mista de células Hfr e células F & # 8211. Essa identificação requer o uso de genes marcadores presentes tanto no doador quanto no receptor. Auxotrofia para vários aminoácidos ou outros metabólitos e resistência a antibióticos são freqüentemente usados ​​como marcadores úteis. Por exemplo, uma cepa F & # 8211 resistente à estreptomicina (Str r) pode crescer em um meio contendo uma concentração inibitória do antibiótico, enquanto uma cepa Hfr sensível à estreptomicina (Str s) não consegue crescer em tal meio.

Assim, em uma população mista de células P e Hfr, as últimas podem ser eliminadas. Novamente, se a cepa P é um mutante auxotrófico, exigindo um metabólito essencial, como a leucina (leu & # 8211), ela não cresce em um meio mínimo, a menos que receba um gene para a síntese de leucina (leu +) da cepa Hfr . Assim, quando uma mistura de células Str r leu & # 8211 F & # 8211 e células Str s leu + Hfr é semeada em um ágar mínimo contendo estreptomicina, nem as células leu & # 8211 F & # 8211 nem as células Str s Hfr podem crescer. Apenas as células Str r leu + F & # 8211 formarão colônias nessas placas.

Assim, com a adoção da técnica de acasalamento interrompido e com a utilização de diferentes marcadores selecionados, é possível determinar o tempo de entrada de genes específicos nos receptores. Muitos marcadores tiveram que ser usados ​​e um grande número de experimentos de acasalamento interrompidos tiveram que ser feitos para determinar o mapa genético de E. coli.

(v) F-Plasmídeos e Sexdução:

Assim como os plasmídeos F podem ser integrados ao cromossomo, também podem ser ocasionalmente excisados ​​do cromossomo Hfr para produzir um plasmídeo livre. Às vezes, a excisão não ocorre de maneira precisa por reversão exata da integração. Em vez disso, alguma porção do DNA cromossômico que faz fronteira com o F-DNA integrado é incluída no plasmídeo F excisado. Esses plasmídeos F aberrantes contendo um fragmento do cromossomo são designados como plasmídeos F & # 8217.

Diferentes cepas de Hfr nas quais o plasmídeo F foi integrado em diferentes locais do cromossomo podem dar origem a diferentes plasmídeos F & # 8217, cada um tendo um fragmento cromossômico diferente ligado a ele. Os plasmídeos F & # 8217 podem ser transferidos para células F & # 8211 pelo processo de conjugação usual. Desse modo, os receptores não apenas adquirem o DNA do plasmídeo F, mas também o fragmento cromossômico transportado pelo plasmídeo F & # 8217. Este processo de transferência de genes cromossômicos via plasmídeos F & # 8217 de um doador para um receptor é conhecido como sexdução ou F-dução. A célula receptora torna-se diplóide parcial (ou merodiplóide) para os genes transportados pelo fragmento cromossômico ligado ao plasmídeo F (Fig. 9.112).


Descrições do curso | Microbiologia | SIU

Conceitos básicos de microbiologia, classificação, atividade metabólica e efeito dos agentes físicos e químicos nas populações microbianas. Interações parasita-hospedeiro. Agentes infecciosos, métodos de transmissão e controle. Três horas teóricas e três horas laboratoriais por semana. Semestre de primavera. Atende ao requisito do University Core Curriculum Science Group II em vez de PLB 115 ou ZOOL 115. Taxa de laboratório: $ 20.

Estrutura, metabolismo, crescimento, genética, biologia molecular e aspectos aplicados de microrganismos com ênfase em métodos de cultura pura de estudo de bactérias e vírus. Três horas de aula teórica, três horas de laboratório. Semestre de outono. Pré-requisito: Um ano de química universitária e BIOL 211 ou ZOOL 118 ou equivalente. Taxa de laboratório: $ 30.

Estrutura molecular, dinâmica e genética de células vivas e vírus com particular atenção à transferência de informações biológicas. Semestre de primavera. Pré-requisito: CHEM 200, 201, 210 e 211 e BIOL 211.

Um levantamento das infecções bacterianas, micóticas e virais mais comuns em humanos, com ênfase particular nas propriedades distintas, mecanismos patogênicos, epidemiologia, imunologia, diagnóstico e controle de microrganismos causadores de doenças. Palestra de três horas. Semestre de primavera. Pré-requisito: MICR 301 ou consentimento do instrutor.

Os tópicos abordados incluirão a base genética da revolução em biotecnologia, aplicações médicas, incluindo triagem genética e agentes terapêuticos, biotecnologia industrial e fermentação e aplicações agrícolas. Palestra de três horas. Semestre de outono. Pré-requisito: MICR 302 ou consentimento do instrutor.

Composição química, estrutura celular e metabolismo dos microrganismos. Semestre de outono. Pré-requisito: CHEM 340 ou CHEM 339.

Princípios de imunologia molecular e celular. É dada ênfase particular aos mecanismos moleculares envolvidos na ativação e manutenção da resposta imune em nível de ciência básica. O papel do sistema imunológico em procedimentos de diagnóstico médico e na saúde humana também é discutido. Semestre de primavera. Pré-requisito: MICR 403 ou consentimento do instrutor.

Os mecanismos genéticos e eventos regulatórios que controlam a transferência de genes, infecção por fago lambda, recombinação e vias metabólicas, incluindo uma breve introdução à bioinformática, análise de genoma e funções regulatórias globais. Palestra de três horas. Semestre de outono. Pré-requisito: MICR 301 e 302.

Uma consideração dos principais grupos de procariontes, com ênfase especial em sua fisiologia e ecologia comparativas. Palestra de três horas. Semestre de primavera. Pré-requisito: MICR 301.

MICR 477-3 Ecologia Microbiana

Conceitos de ecologia aplicados a métodos de microrganismos em interações de ecologia microbiana de micróbios com seu ambiente vivo e não vivo, habitats e funções microbianas. Funções e regulação de micróbios em ambientes naturais e artificiais, desde o nível celular até o nível comunitário. Palestra de três horas. Semestre de primavera. Pré-requisito: MICR 301.

Análises genéticas e bioquímicas de microrganismos usando uma variedade de técnicas em biologia molecular, genética molecular e biotecnologia. Seis horas de laboratório por semana mais duas horas de trabalho supervisionado de laboratório não estruturado na maioria das semanas. Semestre de outono. Taxa de laboratório: $ 60. Pré-requisito: MICR 301 e 302 com nota C ou melhor e dois (ou matrícula simultânea em dois) dos seguintes: 421, 423, 425 ou 460.

Enriquecimento e isolamento de procariotos de amostras naturais, métodos de diagnóstico para a identificação de bactérias patogênicas e a natureza da resposta imune. Seis horas de laboratório por semana mais duas horas de trabalho supervisionado de laboratório não estruturado na maioria das semanas. Semestre de primavera. Taxa de laboratório: $ 60. Pré-requisito: MICR 301 e 302 com nota C ou melhor e dois (ou matrícula simultânea em dois) dos seguintes: 403, 453 ou 470.

MICR 490-1 a 3 Participação em Pesquisa de Graduação

Investigação de um problema individualmente ou como parte de um grupo de pesquisa sob a direção de um membro do corpo docente. Não para crédito de pós-graduação. Pré-requisito: MICR 301 ou equivalente, uma média de pontuação de 3,0 ou melhor em microbiologia e consentimento do instrutor.

Leituras, discussões e apresentações de tópicos de pesquisa atuais em microbiologia. Pré-requisito: alto nível em Microbiologia.


Fontes e links

Essential of Medical microbiology por Apurba Sankar Sastry e Sandhya Bhat K, Jaypee Brothers Medical Publishers (P) Ltd, seção 1, capítulo 2: Morfologia e Fisiologia de Bactérias

Review of Medical microbiology and immunology, décima quarta edição por Warren Levinson, Basic bacteriology, capítulo 3: Growth

Biologia Celular, Genética, Biologia Molecular, evolução e Ecologia, P.S. Publicações Verma, S chand

Livro de microbiologia de Anantanararyan e Paniker, sétima edição, capítulo 2: morfologia e fisiologia das bactérias, curva de crescimento bacteriana


Nova abordagem para reescrever o código genético da bactéria pode levar a novos medicamentos

Praticamente todos os organismos vivos constroem suas proteínas a partir de combinações de 20 aminoácidos diferentes. Para adicionar novos aminoácidos à mistura, os cientistas reprojetaram genes e outras partes do maquinário de construção de proteínas, resultando em proteínas com propriedades químicas exclusivas, úteis na fabricação de medicamentos. Mas o trabalho é trabalhoso e normalmente só pode adicionar um novo aminoácido por vez.

Agora, os pesquisadores abriram as comportas para fazer muito mais. Eles relatam hoje que uma ampla reescrita do genoma de uma bactéria permite que eles adicionem vários novos aminoácidos a uma proteína. O trabalho pode abrir novas maneiras de sintetizar antibióticos e drogas antitumorais.

“Estou muito impressionado com este artigo”, disse Chang Liu, biólogo sintético da Universidade da Califórnia, Irvine.“É um marco significativo no arco da reengenharia do código genético.”

O novo esforço está em andamento há décadas. Uma abordagem inicial para criar proteínas projetadas tem sido comandar componentes celulares produtores de proteínas e fazê-los inserir aminoácidos não naturais. Quando as células produzem proteínas, o código de DNA de A, C, G e T é primeiro copiado para o RNA (no qual U substitui T). O RNA é lido como uma série de palavras de três letras, conhecidas como códons, a maioria das quais codifica um dos 20 aminoácidos naturais a serem inseridos na proteína. Mas como há 64 códons de três letras, há duplicatas: Seis códons, por exemplo, codificam o aminoácido serina. Em vez disso, três códons não codificam um aminoácido, eles instruem as células a pararem de construir proteínas.

Inicialmente, os pesquisadores inseriram aminoácidos não naturais fazendo com que a maquinaria celular adicionasse um sempre que visse um códon de parada específico. Embora essa abordagem tenha se tornado mais sofisticada, geralmente ela ainda pode inserir apenas um aminoácido por proteína, diz Jason Chin, biólogo sintético do Laboratório de Biologia Molecular do Conselho de Pesquisa Médica.

Na esperança de adicionar mais, Chin e seus colegas procuraram reaproveitar dois dos seis códons que normalmente codificam para serina. Em um estudo de 2019, os pesquisadores usaram a ferramenta de edição de genes CRISPR-Cas9 para criar um Escherichia coli cepa conhecida como Syn61. Para fazer isso, eles substituíram mais de 18.000 códons de serina no genoma de 4 milhões de bases da bactéria. Os pesquisadores substituíram UCG e UCA - e o códon de parada UAG - por seus "sinônimos", AGC, AGU e UAA, respectivamente. Isso significava que a serina ainda seria incorporada nos pontos corretos das proteínas de crescimento de Syn61. Mas os códons UCG, UCA e UAG agora eram efetivamente "espaços em branco" que não codificavam mais nada na proteína e, portanto, estavam prontos para serem reaproveitados.

Esse redirecionamento é o que Chin e seus colegas conseguiram agora. Trabalhando com o Syn61, os cientistas deletaram genes para moléculas chamadas RNAs de transferência (tRNAs) que reconhecem UGC e UCA e inserem serina em uma proteína em crescimento. Eles também removeram o composto químico que desativa a síntese de proteínas em resposta ao códon de parada UAG. Os pesquisadores então adicionaram de volta genes com novos tRNAs que inseririam aminoácidos não naturais sempre que encontrassem UGC, UCA ou UAG. Finalmente, eles escreveram esses códons de volta no genoma, onde queriam que os aminoácidos não naturais aparecessem. Isso permitiu que eles adicionassem três aminoácidos não naturais de uma vez em proteínas individuais, os pesquisadores relataram hoje na Science. Eles também podem escrever várias cópias de cada um.

“Isso realmente causou um impacto”, diz Abhishek Chatterjee, biólogo sintético do Boston College. As mudanças permitiram que Chin e seus colegas juntassem os novos aminoácidos em uma série de estruturas cíclicas que se assemelhavam muito aos antibióticos e drogas antitumorais existentes. E como existem dezenas de diferentes aminoácidos não naturais para escolher, uma miríade de combinações poderia ser inserida dessa maneira. Isso abre a porta para a criação de vastas bibliotecas de novos medicamentos em potencial, diz Chatterjee. Chin acrescenta que os pesquisadores também podem estender a estratégia para redirecionar outros códons redundantes para adicionar ainda mais novos aminoácidos - e mais variedade química - à mistura.

Talvez tão interessante, diz Liu, foi o que as mudanças no genoma significaram para os vírus que normalmente infectam E. coli. Em 2013, pesquisadores relataram que a reengenharia E. coliOs códons de parada podem interromper a capacidade de replicação dos vírus. Isso ocorreu porque os vírus dependem de E. coliCódons naturais para fazer proteínas funcionais. A estratégia não era infalível para impedir infecções virais, porque os códons de parada não ocorrem com tanta frequência e alguns vírus foram capazes de evoluir para contornar as mudanças.

Mas os vírus normalmente requerem muito mais serinas em cada proteína. Como o Syn61 modificado não inseriu mais a serina quando sua maquinaria de construção de proteína leu os códons UCG ou UCA, os vírus não conseguiram fazer o Syn61 construir proteínas virais funcionais, evitando assim que se reproduzissem nas células bacterianas.

“Isso parece muito mais robusto” do que a abordagem anterior, diz Liu. Isso, acrescenta, pode ser uma bênção para as empresas de biotecnologia que buscam proteger os organismos modificados que produzem medicamentos ou outros produtos químicos valiosos.


Bactérias

Binário fissão é a divisão de uma célula-mãe em duas células-filhas, é a reprodução assexuada em procariontes.

Nas bactérias, a recombinação genética pode ocorrer de três maneiras.

1. Conjugação

2. Transformação

3. Transdução

III. Nutrição Procariótica

Autotrófico (quimiotrófico ou fotossintético) / heterotrófico

Mutualistas (simbiótico) nitrogênio & # 8209 fixador Rhizobium bactérias / bactérias intestinais em humanos

4. CLASSIFICAÇÃO DE BACTÉRIAS

1. Três formas básicas: coccus / bacillus / spirillum

2. Essas formas podem ser organizadas em

staph = clusters / estreptococo = correntes

A. Bacillus B. Streptococcus C. Staphylococcus D. Diplococcus E. Spirllum F. Vibrio

3. Colorações de Gram

Usado para identificar bactérias / Gram positivos = roxo escuro / Gram negativo = rosa


12.3 Métodos de genoma completo e aplicações farmacêuticas de engenharia genética

Os avanços na biologia molecular levaram à criação de campos da ciência inteiramente novos. Entre esses estão campos que estudam aspectos de genomas inteiros, chamados coletivamente de métodos de genoma completo. Nesta seção, forneceremos uma breve visão geral dos campos do genoma completo da genômica, transcriptômica e proteômica.

Genômica, transcriptômica e proteômica

O estudo e a comparação de genomas inteiros, incluindo o conjunto completo de genes e sua sequência e organização de nucleotídeos, é chamado de genômica. Este campo tem grande potencial para futuros avanços médicos por meio do estudo do genoma humano, bem como dos genomas de organismos infecciosos. A análise de genomas microbianos contribuiu para o desenvolvimento de novos antibióticos, ferramentas de diagnóstico, vacinas, tratamentos médicos e técnicas de limpeza ambiental.

O campo da transcriptômica é a ciência de toda a coleção de moléculas de mRNA produzidas pelas células. Os cientistas comparam os padrões de expressão gênica entre células hospedeiras infectadas e não infectadas, obtendo informações importantes sobre as respostas celulares às doenças infecciosas. Além disso, a transcriptômica pode ser usada para monitorar a expressão gênica de fatores de virulência em microrganismos, ajudando os cientistas a compreender melhor os processos patogênicos desse ponto de vista.

Quando a genômica e a transcriptômica são aplicadas a comunidades microbianas inteiras, usamos os termos metagenômica e metatranscriptômica, respectivamente. A metagenômica e a metatranscriptômica permitem aos pesquisadores estudar genes e expressão gênica de uma coleção de várias espécies, muitas das quais podem não ser facilmente cultivadas ou cultivadas em laboratório. Um microarray de DNA (discutido na seção anterior) pode ser usado em estudos de metagenômica.

Outra aplicação clínica emergente da genômica e da transcriptômica é a farmacogenômica, também chamada de toxicogenômica, que envolve a avaliação da eficácia e segurança dos medicamentos com base nas informações da sequência genômica de um indivíduo. As respostas genômicas a drogas podem ser estudadas usando animais experimentais (como ratos ou camundongos de laboratório) ou células vivas em laboratório antes de iniciar estudos com humanos. Mudanças na expressão gênica na presença de uma droga podem, às vezes, ser um indicador precoce do potencial de efeitos tóxicos. As informações da sequência do genoma pessoal podem algum dia ser usadas para prescrever medicamentos que serão mais eficazes e menos tóxicos com base no genótipo do paciente individual.

O estudo da proteômica é uma extensão da genômica que permite aos cientistas estudar todo o complemento de proteínas em um organismo, chamado de proteoma. Embora todas as células de um organismo multicelular tenham o mesmo conjunto de genes, células em vários tecidos produzem diferentes conjuntos de proteínas. Assim, o genoma é constante, mas o proteoma varia e é dinâmico dentro de um organismo. A proteômica pode ser usada para estudar quais proteínas são expressas sob várias condições dentro de um único tipo de célula ou para comparar padrões de expressão de proteínas entre diferentes organismos.

A doença mais proeminente sendo estudada com abordagens proteômicas é o câncer, mas esta área de estudo também está sendo aplicada a doenças infecciosas. A pesquisa está em andamento para examinar a viabilidade do uso de abordagens proteômicas para diagnosticar vários tipos de hepatite, tuberculose e infecção por HIV, que são bastante difíceis de diagnosticar usando as técnicas disponíveis atualmente. 5

Uma análise proteômica recente e em desenvolvimento se baseia na identificação de proteínas chamadas biomarcadores, cuja expressão é afetada pelo processo da doença. Biomarcadores estão sendo usados ​​para detectar várias formas de câncer, bem como infecções causadas por patógenos, como Yersinia pestis e Vírus vaccinia . 6

Outras ciências "-ômicas" relacionadas à genômica e proteômica incluem metabolômica, glicômica e lipidômica, que se concentram no conjunto completo de metabólitos de moléculas pequenas, açúcares e lipídios, respectivamente, encontrados dentro de uma célula. Por meio dessas várias abordagens globais, os cientistas continuam a coletar, compilar e analisar grandes quantidades de informações genéticas. Este campo emergente da bioinformática pode ser usado, entre muitas outras aplicações, como pistas para o tratamento de doenças e compreensão do funcionamento das células.

Além disso, os pesquisadores podem usar a genética reversa, uma técnica relacionada à análise mutacional clássica, para determinar a função de genes específicos. Os métodos clássicos de estudar a função dos genes envolviam a busca pelos genes responsáveis ​​por um determinado fenótipo. A genética reversa usa a abordagem oposta, começando com uma sequência de DNA específica e tentando determinar que fenótipo ela produz. Alternativamente, os cientistas podem anexar genes conhecidos (chamados genes repórter) que codificam características facilmente observáveis ​​para genes de interesse, e a localização da expressão de tais genes de interesse pode ser facilmente monitorada. Isso dá ao pesquisador informações importantes sobre o que o produto do gene pode estar fazendo ou onde está localizado no organismo. Genes repórter comuns incluem bactérias lacZ , que codifica a beta-galactosidase e cuja atividade pode ser monitorada por alterações na cor da colônia na presença de X-gal, conforme descrito anteriormente, e o gene que codifica a proteína fluorescente verde da água-viva (GFP), cuja atividade pode ser visualizada em colônias sob ultravioleta exposição à luz (Figura 12.26).

Verifique sua compreensão

  • Como a genômica é diferente da genética tradicional?
  • Se você quisesse estudar como duas células diferentes no corpo respondem a uma infecção, qual campo de –omics você aplicaria?
  • Para que são usados ​​os biomarcadores descobertos na proteômica?

Foco Clínico

Resolução

Como os sintomas de Kayla eram persistentes e sérios o suficiente para interferir nas atividades diárias, o médico de Kayla decidiu solicitar alguns exames laboratoriais. O médico coletou amostras de sangue de Kayla, líquido cefalorraquidiano (LCR) e líquido sinovial (de um de seus joelhos inchados) e solicitou análise de PCR em todas as três amostras. Os testes de PCR no LCR e líquido sinovial deram positivo para a presença de Borrelia burgdorferi , a bactéria que causa a doença de Lyme.

O médico de Kayla prescreveu imediatamente um curso completo do antibiótico doxiciclina. Felizmente, Kayla se recuperou totalmente em poucas semanas e não sofreu dos sintomas de longo prazo da síndrome da doença de Lyme pós-tratamento (PTLDS), que afeta de 10 a 20% dos pacientes com a doença de Lyme. Para prevenir futuras infecções, o médico de Kayla a aconselhou a usar repelente de insetos e roupas de proteção durante suas aventuras ao ar livre. Essas medidas podem limitar a exposição aos carrapatos portadores de Lyme, comuns em muitas regiões dos Estados Unidos durante os meses mais quentes do ano. Kayla também foi aconselhada a criar o hábito de se examinar para ver se há carrapatos após retornar das atividades ao ar livre, pois a remoção imediata de um carrapato reduz muito as chances de infecção.

A doença de Lyme costuma ser difícil de diagnosticar. B. burgdorferi não é facilmente cultivado em laboratório e os sintomas iniciais podem ser muito leves e semelhantes aos de muitas outras doenças. Mas, se não forem tratados, os sintomas podem se tornar bastante graves e debilitantes. Além de dois testes de anticorpos, que foram inconclusivos no caso de Kayla, e o teste de PCR, um Southern blot pode ser usado com B. burgdorferi-sondas de DNA específicas para identificar o DNA do patógeno. Sequenciamento de genes de proteínas de superfície de Borrelia species também está sendo usado para identificar cepas dentro da espécie que podem ser mais facilmente transmitidas aos humanos ou causar doenças mais graves.

Volte para a caixa de Foco Clínico anterior.

Tecnologia de DNA recombinante e produção farmacêutica

A engenharia genética forneceu uma maneira de criar novos produtos farmacêuticos chamados fármacos de DNA recombinante. Esses produtos incluem antibióticos, vacinas e hormônios usados ​​para tratar várias doenças. A Tabela 12.1 lista exemplos de produtos de DNA recombinante e seus usos.

Por exemplo, as vias naturais de síntese de antibióticos de vários Streptomyces spp., há muito conhecidos por suas capacidades de produção de antibióticos, podem ser modificados para melhorar os rendimentos ou para criar novos antibióticos por meio da introdução de genes que codificam enzimas adicionais. Mais de 200 novos antibióticos foram gerados por meio da inativação direcionada de genes e da nova combinação de genes de síntese de antibióticos na produção de antibióticos Streptomyces hospedeiros. 7

A engenharia genética também é usada para fabricar vacinas de subunidade, que são mais seguras do que outras vacinas porque contêm apenas uma única molécula antigênica e carecem de qualquer parte do genoma do patógeno (consulte Vacinas). Por exemplo, uma vacina para a hepatite B é criada inserindo um gene que codifica uma proteína de superfície da hepatite B em uma levedura, a levedura então produz essa proteína, que o sistema imunológico humano reconhece como um antígeno. O antígeno da hepatite B é purificado a partir de culturas de levedura e administrado aos pacientes como vacina. Mesmo que a vacina não contenha o vírus da hepatite B, a presença da proteína antigênica estimula o sistema imunológico a produzir anticorpos que protegerão o paciente contra o vírus em caso de exposição. 8 9

A engenharia genética também tem sido importante na produção de outras proteínas terapêuticas, como insulina, interferons e hormônio de crescimento humano, para tratar uma variedade de condições médicas humanas. Por exemplo, ao mesmo tempo, era possível tratar o diabetes apenas dando aos pacientes insulina de porco, que causava reações alérgicas devido a pequenas diferenças entre as proteínas expressas na insulina humana e suína. No entanto, desde 1978, a tecnologia de DNA recombinante tem sido usada para produzir grandes quantidades de insulina humana usando E. coli em um processo relativamente barato que produz um produto farmacêutico mais consistentemente eficaz. Os cientistas também fizeram engenharia genética E. coli capaz de produzir o hormônio do crescimento humano (HGH), que é usado para tratar distúrbios do crescimento em crianças e alguns outros distúrbios em adultos. O gene HGH foi clonado a partir de uma biblioteca de cDNA e inserido em E. coli células por clonagem em um vetor bacteriano. Eventualmente, a engenharia genética será usada para produzir vacinas de DNA e várias terapias genéticas, bem como medicamentos personalizados para combater o câncer e outras doenças.

Alguns produtos e aplicações farmacêuticas geneticamente modificadas
Produto de DNA recombinante Aplicativo
Peptídeo natriurético atrial Tratamento de doenças cardíacas (por exemplo, insuficiência cardíaca congestiva), doenças renais, hipertensão
DNase Tratamento de secreções pulmonares viscosas na fibrose cística
Eritropoietina Tratamento de anemia grave com lesão renal
Fator VIII Tratamento de hemofilia
Vacina contra hepatite B Prevenção da infecção por hepatite B
Hormônio de crescimento humano Tratamento da deficiência de hormônio do crescimento, síndrome de Turner, queimaduras
Insulina humana Tratamento de diabetes
Interferons Tratamento de esclerose múltipla, vários tipos de câncer (por exemplo, melanoma), infecções virais (por exemplo, hepatite B e C)
Tetracenomicinas Usado como antibióticos
Ativador de tecido plasminogênio Tratamento de embolia pulmonar em acidente vascular cerebral isquêmico, infarto do miocárdio

Verifique sua compreensão

  • Que bactéria foi geneticamente modificada para produzir insulina humana para o tratamento do diabetes?
  • Explique como os microrganismos podem ser projetados para produzir vacinas.

Tecnologia de interferência de RNA

Em Structure and Function of RNA, descrevemos a função de mRNA, rRNA e tRNA. Além desses tipos de RNA, as células também produzem vários tipos de pequenas moléculas de RNA não codificantes que estão envolvidas na regulação da expressão gênica. Estes incluem moléculas de RNA antisense, que são complementares a regiões de moléculas de mRNA específicas encontradas em células procariotas e eucariotas. As moléculas de RNA não codificantes desempenham um papel importante na interferência de RNA (RNAi), um mecanismo regulador natural pelo qual as moléculas de mRNA são impedidas de guiar a síntese de proteínas. A interferência de RNA de genes específicos resulta do emparelhamento de bases de moléculas de RNA antisense de fita simples com regiões dentro de moléculas de mRNA complementares, evitando a síntese de proteínas. As células usam interferência de RNA para se proteger da invasão viral, que pode introduzir moléculas de RNA de fita dupla como parte do processo de replicação viral (Figura 12.27).

Os pesquisadores estão atualmente desenvolvendo técnicas para imitar o processo natural de interferência de RNA como uma forma de tratar infecções virais em células eucarióticas. A tecnologia de interferência de RNA envolve o uso de pequenos RNAs de interferência (siRNAs) ou microRNAs (miRNAs) (Figura 12.28). Os siRNAs são completamente complementares à transcrição do mRNA de um gene específico de interesse, enquanto os miRNAs são em sua maioria complementares. Esses RNAs de fita dupla são ligados a DICER, uma endonuclease que cliva o RNA em moléculas curtas (aproximadamente 20 nucleotídeos de comprimento). Os RNAs são então ligados ao complexo de silenciamento induzido por RNA (RISC), uma ribonucleoproteína. O complexo siRNA-RISC se liga ao mRNA e o cliva. Para miRNA, apenas uma das duas fitas se liga ao RISC. O complexo miRNA-RISC então se liga ao mRNA, inibindo a tradução. Se o miRNA é completamente complementar ao gene alvo, então o mRNA pode ser clivado. Em conjunto, esses mecanismos são conhecidos como silenciamento de genes.


3: Genética Bacteriana - Biologia

Eles não estão relacionados aos seres humanos como os seres vivos podem ser, mas as bactérias são essenciais para a vida humana e para a vida no planeta Terra. Embora sejam notórios por seu papel em causar doenças humanas, desde a cárie dentária até a Peste Negra, existem espécies benéficas que são essenciais para uma boa saúde.

Por exemplo, uma espécie que vive simbioticamente no intestino grosso produz vitamina K, um fator essencial de coagulação do sangue. Outras espécies são benéficas indiretamente.As bactérias dão ao iogurte seu sabor picante e ao pão de massa azeda seu sabor azedo. Eles possibilitam que animais ruminantes (vacas, ovelhas, cabras) digerem a celulose vegetal e para algumas plantas (soja, ervilhas, alfafa) convertam o nitrogênio em uma forma mais utilizável.

As bactérias são procariontes, sem núcleos bem definidos e organelas ligadas à membrana, e com cromossomos compostos por um único círculo fechado de DNA. Eles vêm em muitas formas e tamanhos, de esferas minúsculas, cilindros e fios em espiral, a hastes flageladas e cadeias filamentosas. Eles são encontrados praticamente em todos os lugares da Terra e vivem em alguns dos lugares mais incomuns e aparentemente inóspitos.

As evidências mostram que as bactérias já existiam há 3,5 bilhões de anos, o que as torna um dos organismos vivos mais antigos da Terra. Ainda mais velhos do que as bactérias são os arqueanos (também chamados de arqueobactérias) minúsculos organismos procarióticos que vivem apenas em ambientes extremos: água fervente, piscinas super-salgadas, respiradouros vulcânicos que expelem enxofre, água ácida e nas profundezas do gelo antártico. Muitos cientistas agora acreditam que as arquéias e as bactérias se desenvolveram separadamente de um ancestral comum há quase quatro bilhões de anos. Milhões de anos depois, os ancestrais dos eucariotos de hoje se separaram das arquéias. Apesar da semelhança superficial com as bactérias, bioquímica e geneticamente, as arquéias são tão diferentes das bactérias quanto as bactérias dos humanos.

No final dos anos 1600, Antoni van Leeuwenhoek se tornou o primeiro a estudar bactérias ao microscópio. Durante o século XIX, o cientista francês Louis Pasteur e o médico alemão Robert Koch demonstraram o papel das bactérias como patógenos (causadores de doenças). O século XX viu numerosos avanços na bacteriologia, indicando sua diversidade, linhagem antiga e importância geral. Mais notavelmente, vários cientistas em todo o mundo fizeram contribuições ao campo da ecologia microbiana, mostrando que as bactérias eram essenciais para as cadeias alimentares e para a saúde geral dos ecossistemas da Terra. A descoberta de que algumas bactérias produziam compostos letais para outras bactérias levou ao desenvolvimento de antibióticos, que revolucionaram o campo da medicina.

Existem duas maneiras diferentes de agrupar bactérias. Eles podem ser divididos em três tipos com base em sua resposta ao oxigênio gasoso. As bactérias aeróbicas requerem oxigênio para sua saúde e existência e morrerão sem ele. As bactérias aneróbias não toleram o oxigênio gasoso e morrem quando expostas a ele. Aneraobes facultativos preferem oxigênio, mas podem viver sem ele.

A segunda maneira de agrupá-los é pela forma como obtêm sua energia. As bactérias que precisam consumir e decompor compostos orgânicos complexos são heterótrofas. Isso inclui espécies que são encontradas em material em decomposição, bem como aquelas que utilizam fermentação ou respiração. As bactérias que criam sua própria energia, alimentadas pela luz ou por meio de reações químicas, são autótrofas.

Cápsula - Algumas espécies de bactérias possuem uma terceira cobertura protetora, uma cápsula composta de polissacarídeos (carboidratos complexos). As cápsulas desempenham uma série de funções, mas as mais importantes são impedir que a bactéria seque e protegê-la da fagocitose (engolfamento) por microorganismos maiores. A cápsula é um fator de virulência importante nas principais bactérias causadoras de doenças, como Escherichia coli e Streptococcus pneumoniae. Mutantes não encapsulados desses organismos são avirulentos, ou seja, não causam doenças.

Envelope celular - o envelope celular é composto de duas a três camadas: a membrana citoplasmática interna, a parede celular e - em algumas espécies de bactérias - uma cápsula externa.

Parede celular - cada bactéria é envolvida por uma parede celular rígida composta de peptidoglicano, uma molécula de proteína-açúcar (polissacarídeo). A parede dá forma à célula e envolve a membrana citoplasmática, protegendo-a do meio ambiente. Também ajuda a ancorar apêndices como os pelos e flagelos, que se originam na membrana do citoplasma e se projetam para fora da parede. A resistência da parede é responsável por evitar que a célula se rompa quando há grandes diferenças na pressão osmótica entre o citoplasma e o ambiente.

A composição da parede celular varia amplamente entre as bactérias e é um dos fatores mais importantes na análise e diferenciação de espécies bacterianas. Por exemplo, uma estrutura semelhante a uma malha relativamente espessa que torna possível distinguir dois tipos básicos de bactérias. Uma técnica desenvolvida pelo médico dinamarquês Hans Christian Gram em 1884, usa uma técnica de coloração e lavagem para diferenciar as duas formas. Quando expostas a uma coloração de Gram, as bactérias Gram-positivas retêm a cor roxa da coloração porque a estrutura de suas paredes celulares retém o corante. Em bactérias gram-negativas, a parede celular é fina e libera o corante prontamente quando lavada com álcool ou solução de acetona.

Citoplasma - O citoplasma, ou protoplasma, das células bacterianas é onde as funções de crescimento celular, metabolismo e replicação são realizadas. É uma matriz semelhante a um gel composta de água, enzimas, nutrientes, resíduos e gases e contém estruturas celulares como ribossomos, um cromossomo e plasmídeos. O envelope celular envolve o citoplasma e todos os seus componentes. Ao contrário das células eucarióticas (verdadeiras), as bactérias não têm um núcleo fechado por membrana. O cromossomo, uma única fita contínua de DNA, está localizado, mas não está contido, em uma região da célula chamada nucleóide. Todos os outros componentes celulares estão espalhados por todo o citoplasma.

Um desses componentes, os plasmídeos, são pequenas estruturas genéticas extracromossômicas carregadas por muitas cepas de bactérias. Como o cromossomo, os plasmídeos são feitos de um pedaço circular de DNA. Ao contrário do cromossomo, eles não estão envolvidos na reprodução. Apenas o cromossomo tem as instruções genéticas para iniciar e realizar a divisão celular, ou fissão binária, o principal meio de reprodução em bactérias. Os plasmídeos se replicam independentemente do cromossomo e, embora não sejam essenciais para a sobrevivência, parecem dar às bactérias uma vantagem seletiva.

Os plasmídeos são transmitidos a outras bactérias por dois meios. Para a maioria dos tipos de plasmídeo, as cópias no citoplasma são passadas para as células filhas durante a fissão binária. Outros tipos de plasmídeos, no entanto, formam uma estrutura semelhante a um tubo na superfície chamada pilus, que passa cópias do plasmídeo para outras bactérias durante a conjugação, um processo pelo qual as bactérias trocam informações genéticas. Demonstrou-se que os plasmídeos são instrumentais na transmissão de propriedades especiais, como resistência a antibióticos, resistência a metais pesados ​​e fatores de virulência necessários para a infecção de hospedeiros animais ou vegetais. A capacidade de inserir genes específicos em plasmídeos os tornou ferramentas extremamente úteis nas áreas de biologia molecular e genética, especificamente na área de engenharia genética.

Membrana citoplasmática - Uma camada de fosfolipídios e proteínas, chamada de membrana citoplasmática, envolve o interior da bactéria, regulando o fluxo de materiais para dentro e para fora da célula. Esta é uma característica estrutural que as bactérias compartilham com todas as outras células vivas uma barreira que lhes permite interagir seletivamente com seu ambiente. As membranas são altamente organizadas e assimétricas, tendo dois lados, cada lado com uma superfície diferente e funções diferentes. As membranas também são dinâmicas, adaptando-se constantemente a diferentes condições.

Flagelos - Flagelos (singular, flagelo) são estruturas semelhantes a cabelos que fornecem um meio de locomoção para as bactérias que os possuem. Eles podem ser encontrados em uma ou ambas as extremidades de uma bactéria ou em toda a sua superfície. Os flagelos batem em um movimento semelhante ao de uma hélice para ajudar a bactéria a se mover em direção aos nutrientes longe de produtos químicos tóxicos ou, no caso das cianobactérias fotossintéticas, em direção à luz.

Nucleóide - O nucleóide é uma região do citoplasma onde o DNA cromossômico está localizado. Não é um núcleo ligado à membrana, mas simplesmente uma área do citoplasma onde os filamentos de DNA são encontrados. A maioria das bactérias tem um único cromossomo circular que é responsável pela replicação, embora algumas espécies tenham dois ou mais. Cadeias de DNA auxiliares circulares menores, chamadas de plasmídeos, também são encontradas no citoplasma.

Pili - muitas espécies de bactérias têm pili (singular, pilus), pequenas projeções semelhantes a cabelos que emergem da superfície externa da célula. Esses crescimentos auxiliam a bactéria a se prender a outras células e superfícies, como dentes, intestinos e rochas. Sem os pili, muitas bactérias causadoras de doenças perdem a capacidade de infectar porque são incapazes de se anexar ao tecido do hospedeiro. Os pili especializados são usados ​​para a conjugação, durante a qual duas bactérias trocam fragmentos de DNA de plasmídeo.

Ribossomos - os ribossomos são "fábricas" microscópicas encontradas em todas as células, incluindo bactérias. Eles traduzem o código genético da linguagem molecular do ácido nucléico para a dos aminoácidos - os blocos de construção das proteínas. As proteínas são as moléculas que executam todas as funções das células e organismos vivos. Os ribossomos bacterianos são semelhantes aos dos eucariotos, mas são menores e têm uma composição e estrutura molecular ligeiramente diferentes. Os ribossomos bacterianos nunca estão ligados a outras organelas como às vezes o são (ligados ao retículo endoplasmático) nos eucariotos, mas são estruturas independentes distribuídas por todo o citoplasma. Existem diferenças suficientes entre os ribossomos bacterianos e os ribossomos eucarióticos que alguns antibióticos irão inibir o funcionamento dos ribossomos bacterianos, mas não o de um eucariota, matando assim as bactérias, mas não os organismos eucarióticos que estão infectando.


Assista o vídeo: GENÉTICA BACTERIANA. MICROBIOLOGÍA (Agosto 2022).