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Os nervos espinhais são mielinizados e não mielinizados ao mesmo tempo?

Os nervos espinhais são mielinizados e não mielinizados ao mesmo tempo?


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Eu estava tentando responder a essa pergunta quando me lembrei que o axônio somático é mielinizado, enquanto os axônios pré-ganglionares simpáticos e parassimpáticos também são mielinizados. Eles são apenas mielinizados ou são ambos mielinizados e não mielinizados? Obrigado

Editar:

Esta é uma pergunta de um questionário de aula antigo (ano anterior) e infelizmente não tenho as respostas para as perguntas. O texto da pergunta era

Nervos espinhais são

a.) mielinizado

b.) não mielinizado

c.) respostas a e b

d) nenhuma das anteriores "


Os nervos espinhais são nervos mistos contendo neurônios aferentes e eferentes de vários tipos. Anatomicamente, eles se projetam da coluna vertebral bilateralmente em cada nível vertebral. Eles contêm fibras mielinizadas (por exemplo, fibras A) e fibras não mielinizadas (por exemplo, fibras C).

A resposta é (c): ambos mielinizados e não mielinizados.

Observe que os nervos espinhais NÃO estão localizados na medula espinhal, apesar do fato de que os neurônios em cada nervo espinhal se originam ou terminam lá. Um nervo espinhal é uma estrutura periférica. Ela começa no ponto onde as raízes dorsal e ventral convergem (Ver Anatomia Clínica de abril, cap. 1). Se você tiver a oportunidade de observar uma cirurgia nas costas ou dissecar um cadáver humano, poderá ver e tocar um nervo espinhal. São estruturas semelhantes a cabos contendo feixes de muitos axônios, mas nenhum neurônio em sua totalidade. Um nervo não é um neurônio. Este é um equívoco comum.

Só para acrescentar, os detalhes aqui podem parecer trivialidades, mas não são. Perguntas semelhantes (e perguntas que exigem que você entenda a distinção entre um nervo e um neurônio) são frequentemente feitas em exames de licenciamento médico nos Estados Unidos. Isso ocorre porque eles são relevantes para a compreensão e interpretação dos sintomas neurológicos e achados do exame físico.


Sim, há matéria cinzenta e branca na medula espinhal e no sistema nervoso parassimpático, então eles são mielinizados e amielínicos:

Aqui está uma imagem de nervos parassimpáticos:

As fibras aferentes primárias das raízes dorsais são mielinizadas ou não mielinizadas. No rato, gato e macaco, fibras finas amielínicas e fibras mielinizadas grossas estão localizadas nas partes lateral e medial das raízes dorsais, respectivamente, na zona de entrada da raiz dorsal (Light e Perl, 1979a).


Distinguir entre: (a) neurônios aferentes e neurônios eferentes (b) condução de impulso em uma fibra nervosa mielinizada e fibra nervosa não mielinizada (c) humor aquoso e humor vítreo (d) mancha cega e mancha amarela (f) nervos cranianos e nervos espinhais.

Soluções NCERT para Biologia Classe 11, Capítulo 21 Controle Neural e Coordenação
Perguntas importantes do conselho
Controle Neural e Coordenação
Livros NCERT para Sessão 2020-2021
CBSE Board e UP Board
Questão: 12

1 resposta

Aashvi Patel

(a) Neurônios aferentes e neurônios eferentes
Neurônios aferentes: - O neurônio aferente conduz impulsos nervosos em direção ao cérebro ou à medula espinhal.
Neurônios eferentes: - O neurônio eferente conduz impulsos nervosos do cérebro ou da medula espinhal para os órgãos efetores, como músculos ou glândulas.

(b) Condução de impulso em uma fibra nervosa mielinizada e fibra nervosa não mielinizada
Condução de impulso em uma fibra nervosa mielinizada: -
1. Fibra nervosa mielinizada, o potencial de ação é conduzido de um nodo para outro.
2. A condução dos impulsos é mais rápida.
Condução de impulso em uma fibra nervosa amielínica: -
1. Fibra nervosa não mielinizada, o potencial de ação não é conduzido de nó a nó. É transportado ao longo de todo o comprimento da fibra nervosa.
2. A condução dos impulsos é mais lenta.

(c) Humor aquoso e humor vítreo: -
Humor aquoso: - Líquido fino e aquoso presente entre a córnea e o cristalino.
Humor vítreo: - Gel transparente presente entre a lente e a retina.

(c) Ponto cego e ponto amarelo: -
Ponto cego:-
1. Ponto cego é um ponto na retina presente no ponto de origem do nervo óptico.
2. Células fotorreceptoras estão ausentes nesta região.
3. Insensível à luz, pois os bastonetes e cones estão ausentes.
Mancha amarela: -
1. O ponto amarelo é uma pequena área na retina presente no pólo posterior do olho, lateral ao ponto cego.
2. Apenas cones estão presentes nesta região.
3. Sensível à luz brilhante, pois os cones estão presentes.

(f) Nervos cranianos e nervos espinhais.
Nervos cranianos:-
1. Os nervos cranianos surgem do cérebro.
2. 12 pares de nervos cranianos.
Nervos espinhais:-
1. Os nervos espinhais surgem da medula espinhal.
2. 31 pares de nervos espinhais


O que é um nervo

Um nervo é um feixe de axônios de um grande número de neurônios no sistema nervoso periférico. Um nervo é uma estrutura semelhante a um fio que transmite impulsos nervosos na forma de sinais químicos e elétricos entre o sistema nervoso central e os órgãos sensoriais ou efetores. Cada axônio em um nervo é envolvido por uma camada de tecido conjuntivo chamada endoneuro. O feixe de axônios do nervo é envolvido por uma camada de tecido conjuntivo chamada epineuro. Um fascículo é um grupo de neurônios. Uma seção transversal de um nervo é mostrada em figura 1.

Figura 1: Uma seção transversal de um nervo

Três tipos de nervos são encontrados com base na direção dos sinais de transmissão dentro do sistema nervoso. Eles são nervos sensoriais, nervos motores e nervos mistos. Nervos sensoriais também são conhecidos como nervos aferentes e transportam informações dos receptores sensoriais para o sistema nervoso central. Nervos motores transportam impulsos nervosos do sistema nervoso central para os órgãos efetores. Nervos confusos contêm neurônios sensoriais e motores dentro do mesmo nervo.

Com base na maneira como estão conectados ao sistema nervoso central, dois tipos de nervos podem ser identificados como nervos cranianos e nervos espinhais. As partes da cabeça são inervadas por nervos cranianos, que estão ligados ao cérebro. Doze nervos cranianos são encontrados em humanos. A maioria das partes do corpo são inervadas por nervos espinhais, que estão conectados à medula espinhal. As fibras nervosas podem ser divididas com base em seu diâmetro, velocidade de condução do sinal e também no estado mielinizado dos axônios. o grupo A os nervos têm um grande diâmetro. Eles são mielinizados e têm uma alta velocidade de condução de sinal. o grupo B os nervos têm um diâmetro pequeno. Eles também são mielinizados, mas sua velocidade de condução é baixa. o grupo C os nervos são amielínicos, com pequeno diâmetro e baixa velocidade de condução. Os nervos no membro superior esquerdo dos humanos são mostrados em Figura 2.

Figura 2: nervos no membro superior esquerdo


Mielina

A mielina é uma substância gordurosa esbranquiçada que forma uma bainha ao redor de muitas fibras nervosas de vertebrados. A mielina isola os nervos e permite a rápida transmissão dos impulsos nervosos. A substância branca do cérebro é composta de fibras nervosas cobertas por mielina. É essencial para o bom funcionamento do sistema nervoso. É uma conseqüência de um tipo de célula glial.

Em humanos, a mielinização começa no início do terceiro trimestre, embora exista pouca mielina no cérebro no momento do nascimento. Durante a infância, a mielinização ocorre rapidamente, levando ao rápido desenvolvimento da criança, incluindo engatinhar e andar no primeiro ano. A mielinização continua durante o estágio de adolescência da vida.

A célula nervosa é composta por um corpo celular e uma fibra nervosa longa e projetada, chamada axônio, que é responsável pela transmissão de impulsos elétricos do corpo celular para os neurônios receptores, glândulas e músculos. A mielina é considerada uma característica definidora dos vertebrados ou animais com coluna vertebral, embora bainhas semelhantes também tenham evoluído em alguns invertebrados. A bainha de mielina das fibras nervosas foi descoberta e descrita pela primeira vez por Rudolf Virchow em 1854.

Estrutura e funções da mielina

A mielina é produzida por dois tipos diferentes de células de suporte. No sistema nervoso central (SNC), o cérebro e as células da medula espinhal chamadas oligodendrócitos envolvem suas extensões semelhantes a ramos em torno dos axônios para criar uma bainha de mielina. Nos nervos fora da medula espinhal, as células de Schwann produzem mielina. Independentemente de onde esteja no sistema nervoso, toda a mielina desempenha a mesma função, permitindo a transmissão eficiente de sinais elétricos.

A mielina é composta por cerca de 40% de água e a massa seca é composta por cerca de 80% de lipídios e 20% de proteínas. A composição principalmente lipídica da mielina dá-lhe uma tonalidade branca, daí a referência à "substância branca" do cérebro. O principal lipídio encontrado na mielina é um glicolipídio denominado galactocerebrosídeo. Outros principais constituintes da mielina incluem proteína básica de mielina (MBP), proteína proteolipídica (PLP) e glicoproteína de oligodendrócitos de mielina (MOG). Dentro da mielina, existem cadeias de hidrocarbonetos reticuladas compostas de esfingomielina que fortalece a bainha de mielina.

O objetivo principal de uma bainha de mielina é aumentar a velocidade com que os impulsos se propagam ao longo da fibra mielinizada. Ao longo das fibras amielínicas, os impulsos se movem continuamente como ondas, mas, nas fibras mielinizadas, eles & # 8220hop & # 8221 ou se propagam por condução saltatória. A mielina diminui a capacitância e aumenta a resistência elétrica através da membrana celular (o axolema).

Na década de 1870, o médico francês Louis-Antoine Ranvier observou que a bainha de mielina é descontínua, cobrindo a maior parte da fibra nervosa, mas com lacunas em intervalos regulares ao longo do axônio. Mais tarde, os cientistas aprenderam que partículas carregadas chamadas íons podem cruzar o axônio apenas nessas lacunas de mielina, que ficaram conhecidas como "nós de Ranvier".

Nas décadas de 1930 e 1940, os cientistas descobriram que essa passagem de íons ajuda a manter o sinal elétrico, permitindo que ele viaje rapidamente por um axônio. O sinal parece “pular” de um nó para o próximo em um processo denominado condução saltatória.

Distúrbios da mielina

A perda de mielina é um problema para muitos distúrbios do SNC, incluindo acidente vascular cerebral, lesão da medula espinhal e, mais notavelmente, esclerose múltipla (EM). A EM é uma doença crônica e incapacitante do SNC que afeta mais de 2,3 milhões de pessoas em todo o mundo. A EM resulta do acúmulo de danos à mielina e às fibras nervosas subjacentes que ela isola e protege.

A maioria dos pacientes (cerca de 80%) desenvolve EM com remissão por recaída, em que os sintomas neurológicos ocorrem em episódios, sem deterioração observada entre esses episódios. Cerca de 10 anos após o início da doença, cerca de metade desses pacientes desenvolve deterioração neurológica progressiva, conhecida como EM secundária progressiva.

Os 20% restantes dos pacientes com esclerose múltipla experimentam uma deterioração neurológica contínua, sem períodos em que os sintomas parecem melhorar. Isso é conhecido como MS progressivo primário.


Recurso: Meu corpo humano

Você gostaria que seu cérebro fizesse novos neurônios que pudessem ajudá-lo a se tornar um aprendiz melhor? Quando se trata de aprender coisas novas, que estudante universitário não iria quer um pouco mais de poder cerebral? Se a pesquisa sobre ratos se aplica a humanos, então o exercício aeróbico sustentado (como corrida) pode aumentar a neurogênese no cérebro adulto e, especificamente, no hipocampo, uma estrutura cerebral importante para o aprendizado de tarefas temporais e / ou espacialmente complexas, bem como a memória. Embora a pesquisa ainda esteja nos estágios iniciais, ela sugere que os exercícios podem na verdade levar a um cérebro “mais inteligente”. Mesmo que os resultados da pesquisa não sejam confirmados para os humanos, não pode machucar fazer mais exercícios aeróbicos. Certamente é benéfico para o seu corpo, se não para o seu cérebro!


Junção neuromuscular

Células musculares inervadas por neurônios motores que surgem da medula espinhal. A ativação do neurônio motor desencadeia a contração da célula muscular. O axônio dos neurônios motores forma uma sinapse na superfície das células do músculo esquelético na junção neuromuscular.

Os neurônios motores inervam as células do músculo esquelético nas junções neuromusculares.

As junções neuromusclulares são raramente vistas em amostras histológicas e requerem preparação especial do tecido muscular. Esta imagem mostra um único axônio de um neurônio motor se dividindo para formar sinapses em várias células do músculo esquelético. Um axônio e as células musculares que ele inerva formam uma unidade motora. Alguns neurônios motores inervam uma ou algumas células musculares, enquanto outros neurônios motores podem inervar centenas de células musculares. Os axônios motores terminam em uma junção neuromuscular na superfície das células do músculo esquelético. A junção neuromuscular ocorre no centro da célula muscular, de modo que os potenciais de ação ficam no meio da célula e se propagam em direção ao final da célula muscular.

Os neurônios motores formam sinapses nas células musculares na junção neuromuscular.

Sinapse de junção neuromuscular

A junção neuromuscular é composta de um término de axônio pré-sináptico e uma célula muscular pós-sináptica. Após a despolarização do axônio, as vesículas sinápticas contendo o neurotransmissor acetilcolina se fundem com a membrana, liberando acetilcolina na fenda que separa o axônio da célula muscular esquelética. A acetilcolina se liga a receptores na membrana pós-sináptica. O receptor de acetilcolina é um canal de íons bloqueado por ligante que se abre após se ligar à acetilcolina. O canal aberto despolariza a membrana, o que pode desencadear a abertura de canais de sódio dependentes de voltagem. A abertura dos canais de sódio inicia um potencial de ação que se propaga ao longo da membrana celular e para os túbulos T.

A junção neuromuscular contém uma sinapse entre o término do axônio e a célula do músculo esquelético.

Observe a lâmina basal que envolve a célula muscular. A lâmina basal é semelhante à membrana basal do epitélio. A lâmina basal das células do músculo esquelético contém acetilcolinesterase, que é uma enzima que digere a acetilcolina. A acetilcolinesterase ajuda a limitar a duração de cada evento contrátil.


MATERIAIS E MÉTODOS

Foram usados ​​camundongos transgênicos com superexpressão de NGF na pele sob o controle do promotor de queratina K14 (Albers et al., 1994). Os camundongos foram rastreados quanto à presença do transgene K14-NGF usando análise slot-blot de DNA isolado de amostras de cauda. A cepa de fundo (Bl6 / C3H) na qual os camundongos NGF-OE foram gerados foi usada como a cepa de controle.

Contagens de fibras nervosas. Os camundongos foram anestesiados e perfundidos transcardialmente com 4,0% de paraformaldeído e 2,0% de glutaraldeído em 0,1 m de tampão de fosfato (PB) (NGF-OE,n = 3 controle, n = 3). Segmentos do nervo safeno do meio da coxa foram pós-fixados, lavados em PB, desidratados em álcoois graduados, incluídos em resina de Spurr (EM Corp., Chestnut Hill, MA) e cortados em 0,7-0,8 nm em um ultramicrótomo. Cortes ultrafinos foram corados com citrato de chumbo e acetato de uranila, fotografados em microscópio eletrônico (EM) (H7000 Hitachi Ltd., Tóquio, Japão), e as imagens foram montadas em montagens. As fibras nervosas mielinizadas e não mielinizadas foram analisadas com um computador usando o software NIH Image 1.4. Todo o nervo foi analisado para contagens de axônios de fibras mielinizadas e não mielinizadas, e 150 axônios foram medidos em cada grupo para os diâmetros dos axônios. NGF também é conhecido por aumentar a sobrevivência de neurônios simpáticos (Johnson et al., 1980 Ruit et al., 1990 Davis et al., 1996), e alguns desses neurônios simpáticos tornam-se mielinizados em camundongos NGF-OE. Portanto, para determinar a contribuição das fibras simpáticas para o número de axônios mielinizados, removemos cirurgicamente os três gânglios simpáticos lombares superiores do NGF-OE adulto (n = 2) de um lado sob breve anestesia com Avertin. A contribuição simpática para o nervo safeno não foi relatada para o camundongo, no entanto, em ratos, os três gânglios simpáticos lombares superiores contêm os neurônios simpáticos que se projetam no nervo safeno (Baron et al., 1988). Nos experimentos relatados aqui, não houve fusão visível entre os gânglios de ambos os lados. Cinco dias após a simpatectomia, os camundongos foram reanestesiados e perfundidos, e as seções do nervo safeno ipsilateral e contralateral foram removidas, fixadas, cortadas e analisadas como descrito acima.

Registros neurofisiológicos. Um em vitroA preparação pele-nervo foi usada para registrar neurônios sensoriais cutâneos funcionalmente identificados em NGF-OE (n = 8) e controle (n = 8) camundongos (Koltzenburg et al., 1997). O nervo safeno com seu território de inervação cutânea foi removido do membro posterior, colocado com o cório voltado para cima em um banho de tecido e superfundido (15 ml / min) com fluido intersticial sintético saturado de oxigênio contendo (em mm): 123 NaCl, 3,5 KCl , 0,7 MgSO4, 1,7 NaH2PO4, 2.0 CaCl2, 9,5 gluconato de sódio, 5,5 glicose, 7,5 sacarose e 10 HEPES, pH 7,45 ± 0,05, a 32 ° ± 0,5 ° C. O nervo foi desheathed, e registros extracelulares foram feitos de fibras aferentes funcionalmente isoladas usando eletrodos de fio de ouro. Os potenciais de ação foram adquiridos usando um amplificador diferencial de baixo ruído, armazenados em um computador pessoal e posteriormente analisados ​​com um programa de casamento de modelos (Forster e Handwerker, 1990).

As fibras foram identificadas pela primeira vez sondando a pele com uma haste de vidro, um estímulo conhecido por ativar todas as unidades mecanicamente sensíveis (Kress et al., 1992, Koltzenburg et al., 1997). A velocidade de condução de cada fibra mecanossensível foi determinada estimulando eletricamente o campo receptivo com pulsos de onda quadrada supramáxima de 0,1-1,0 mseg de duração usando um eletrodo de aço revestido de Teflon (impedância de 1-5 MΩ, diâmetro do eixo de 300 μm, diâmetro da ponta não isolada de 5–10 μm). Unidades conduzindo mais rápido do que 10 m / s foram classificadas como grandes fibras mielinizadas Aβ, unidades conduzindo entre 1,2 e 10 m / s foram classificadas como fibras finas Aδ mielinizadas e unidades conduzindo mais lentamente do que 1,2 m / s foram fibras C amielínicas (Koltzenburg et al ., 1997).

O limiar mecânico foi determinado usando filamentos de von Frey calibrados (autoconstruídos com fio de náilon de vários diâmetros, diâmetro da ponta de 0,8 mm, faixa de força de 1–362 mN). A responsividade mecânica foi sistematicamente caracterizada pelo uso de um estimulador controlado por feedback controlado por computador que aplicou uma série padrão de rampa e estímulos de força sustentada (tempo de subida de 200 ms, duração de 10 segundos, força de platô de 5-300 mN, intervalo interestímulo de 60 –120 seg). Os dados foram analisados ​​por 11 segundos, começando com o início da força.

Com base em seu padrão de resposta a estímulos mecânicos, as fibras mielinizadas podem ser claramente classificadas em ambas as linhagens de camundongos, conforme descrito anteriormente, em quatro subpopulações (Koltzenburg et al., 1997, Stucky e Koltzenburg, 1997). Como as fibras mielinizadas grandes tendem a ser amostradas com mais frequência do que as fibras mielinizadas finas ou não mielinizadas, a proporção de cada subtipo de fibra encontrada em cada categoria (Aβ, Aδ, C) foi determinada. Fibras mielinizadas grandes (Aβ) tinham baixos limiares mecânicos e foram classificadas como de adaptação lenta (SA) se respondessem tonicamente à força sustentada ou de adaptação rápida (RA) se respondessem apenas no início ou deslocamento da força. Fibras mielinizadas finas (Aδ) foram classificadas como mecanonociceptores de fibra A (nociceptores AM) se respondessem tonicamente à força de alta intensidade ou receptores de cabelo D se fossem ativados por força mecânica muito baixa (& lt1 mN) e respondessem com alta frequência a o início e o deslocamento da força. As fibras C amielínicas e os nociceptores AM foram testados primeiro quanto às suas propriedades de resposta a estímulos mecânicos e, em seguida, classificados por suas propriedades de resposta a estímulos térmicos nocivos.

A sensibilidade ao calor foi determinada pela aplicação de uma rampa linear de calor (32-47 ° C em 15 segundos) com uma lâmpada controlada por feedback focada na parte inferior translúcida do banho de tecido no lado epidérmico da pele. A temperatura resultante foi medida no lado do cório (topo) da pele por um termopar inserido na pele. A temperatura no lado do cório da pele corresponde a uma temperatura ∼5 ° C mais alta na superfície epidérmica (Reeh, 1986). Portanto, o estímulo térmico máximo dado a cada nociceptor foi de 52 ° C, uma temperatura que demonstrou ativar ao máximo os nociceptores de fibra AM e C sensíveis ao calor em roedores sem danificar a preparação da pele (Reeh, 1986 Koltzenburg et al., 1997) . Estímulos de frio foram dados isolando o campo receptivo com um anel de metal e aplicando um bolo de líquido intersticial sintético gelado por 10 segundos, resultando em uma temperatura mínima da pele de 4–8 ° C. Cuidados foram tomados para evitar estimulação mecânica durante os estímulos térmicos. Uma fibra foi considerada sensível ao calor ou ao frio se três ou mais potenciais de ação fossem evocados durante a estimulação.

Análise estatística. Todos os valores são dados como média ± SEM ou como mediana e intervalo interquartil do 25º e 75º percentil. Os testes estatísticos paramétricos e não paramétricos foram realizados conforme apropriado após o cumprimento de todos os pré-requisitos necessários usando o pacote de software Statistica (StatSoft, Tulsa, OK).


Discussão

Embora vários tratamentos tenham demonstrado promover a regeneração axonal na medula espinhal, relativamente pouca informação está disponível sobre a precisão com que os axônios em regeneração restabelecem as projeções em suas áreas-alvo originais. O modelo de esmagamento DR é útil para tais estudos, pois classes específicas de fibras sensoriais podem ser rotuladas em nervos periféricos, permitindo a determinação anatômica de suas projeções espinhais. Usando este modelo, descobrimos que dois tratamentos que promovem uma regeneração anatômica e funcional robusta diferem dramaticamente em termos da especificidade dessa regeneração. Diferentes classes de axônios sensoriais projetaram-se difusamente através das colunas dorsais e do corno dorsal quando a regeneração foi promovida pelo peptídeo receptor Nogo solúvel, sNgR. Em contraste, um regime de 2 semanas de tratamento sistêmico com artemina levou ao restabelecimento das projeções de três classes diferentes de axônios sensoriais em suas localizações topográficas apropriadas dentro do cordão.

Uma abordagem bem-sucedida para estimular a regeneração de axônios no SNC tem sido bloquear a inibição do crescimento causada pelos oligodendrócitos. Muitos estudos anteriores usaram um modelo de contusão de SCI, bloqueando a inibição causada pela mielina do SNC com anticorpos ou peptídeos dirigidos contra ligantes Nogo ou o receptor Nogo NgR1. (Ver ref. 18 para uma discussão desses estudos.) Vários grupos relataram melhorias significativas na função da medula espinhal através do bloqueio desta inibição, mas determinar o grau em que o circuito espinhal normal é restabelecido se mostrou difícil. Descobrimos que interferir na sinalização do receptor Nogo com sNgR também promoveu uma regeneração robusta de axônios sensoriais mielinizados na medula, com restauração da função sináptica e recuperação comportamental do membro afetado (8).

No presente estudo, avaliamos o grau em que a regeneração promovida por sNgR é topograficamente específica. Embora os axônios mielinizados que suprem tanto o músculo quanto a pele tenham se regenerado através da barreira inibitória do DREZ, ambas as classes de axônios se projetam ao longo da substância branca dorsal e das lâminas superficiais do corno dorsal. Este padrão de projeção é distintamente diferente do normal e também das aferências não danificadas no lado contralateral da corda, onde essas aferências se projetam apenas dentro das lâminas III-VI do corno dorsal. Isso indica que a redução da inibição da mielina com o tratamento sNgR permite uma regeneração robusta, mas com uma distribuição anatômica inadequada, sugerindo que alguma inibição pode ser necessária para direcionar o crescimento para as regiões apropriadas da medula espinhal.

A regeneração de axônios sensoriais após esmagamento DR também foi relatada usando vários fatores neurotróficos, incluindo fator de crescimento do nervo (NGF), neurotrofina 3 (NT3) e fator neurotrófico derivado da glia (GDNF). A expressão de NGF ou fator de crescimento de fibroblastos por transfecção viral de células no corno dorsal foi encontrada para promover a regeneração maciça de axônios CGRP + amielínicos, restaurando a sensação nociceptiva no membro afetado (19). Essas projeções não se limitam às lâminas mais dorsais da substância cinzenta, mas ocupam uma grande fração de todo o corno dorsal. Infusões intratecais de NT3 ou GDNF promovem a regeneração de aferentes sensoriais de grande diâmetro através do DREZ e na substância cinzenta do corno dorsal, restaurando a transmissão sináptica funcional com os neurônios espinhais e levando a uma melhora comportamental significativa (15). No entanto, esses aferentes regenerados ocupam uma posição aberrante na lâmina IIo e crescem ao longo da superfície pial, localizações anormais para esta classe de axônio sensorial (16, 17).

Semelhante aos efeitos do tratamento intratecal com GDNF ou NT3, as injeções sistêmicas de ART promovem a regeneração dos axônios sensoriais através do DREZ e na substância cinzenta da medula espinhal, apesar da presença de mielina (9). Esse achado pode ser explicado por uma influência inibitória dinâmica da mielina. A mielina intacta e os restos de mielina produzidos por axônios danificados têm propriedades inibitórias diferentes (18). A inibição mediada pela mielina produzida por oligodendrócitos aumenta durante a primeira semana após a lesão por esmagamento DR conforme a mielina degenera (5). Os restos de mielina podem expor um maior número de epítopos que se ligam aos receptores que medeiam o colapso do cone de crescimento. De fato, na ausência de lesão DR, os neurônios aferentes primários transplantados de camundongos em DRG de rato crescem além do DREZ e na medula espinhal dentro de um ambiente de mielina intacta. O crescimento é inibido quando os DRs são esmagados no momento do transplante (5). Ramer et al. (16) postularam que, com o suporte de certos fatores de crescimento, como o NT3, axônios sensoriais em regeneração podem entrar na medula espinhal antes que a inibição mediada por debris de mielina seja aumentada. Nossos dados apóiam esta hipótese 2 semanas após a lesão, axônios regenerados foram encontrados na substância cinzenta em locais mais ventrais com o tratamento ART do que com o tratamento sNgR. Assim, o crescimento rápido promovido por fatores de crescimento como NT3, GDNF e ART pode promover o crescimento de axônios sensoriais através do DREZ antes que os mecanismos inibitórios sejam regulados para cima.

Ao contrário dos efeitos do tratamento intratecal com NGF ou NT3, entretanto, a administração sistêmica de ART após o esmagamento de DR promove a regeneração de neurônios sensoriais mielinizados e não mielinizados. Este resultado positivo é confundido pelos padrões de expressão de GFRα3 em subpopulações neuronais no DRG. Com base na coloração imuno-histoquímica, o GFRα3 é amplamente expresso em neurônios não mielinizados. A expressão variável em neurônios mielinizados, variando de 0 a 14% do número total de neurônios mielinizados no GRD, foi relatada (9, 12, 13). A recuperação comportamental atribuída à regeneração de axônios amielínicos é mais robusta do que a dos axônios mielinizados, consistente com uma fração maior de neurônios amielínicos expressando GFRα3 (9). No entanto, a regeneração substancial de neurônios DRG mielinizados é observada com a administração de ART. É possível que esses neurônios expressem um baixo nível de GFRα3 que não pode ser detectado com técnicas de imunohistoquímica padrão.

Em contraste com os resultados com outros tratamentos que promovem a regeneração, relatamos aqui que a regeneração de axônios sensoriais com ART sistêmica é topograficamente específica. Caracterizamos o padrão de projeção do músculo regenerado mielinizado e dos aferentes cutâneos e descobrimos que essas projeções estão localizadas nas regiões apropriadas da medula espinhal, evitando áreas que normalmente são ocupadas por aferentes nociceptivos não mielinizados. Além disso, os axônios nociceptivos que expressam CGRP regenerados se projetam para as lâminas dorsais do corno dorsal, em uma distribuição semelhante à dos axônios nociceptivos não danificados. Como os efeitos das proteínas da mielina provavelmente não serão interrompidos com o tratamento ART, hipotetizamos que as proteínas da mielina podem contribuir para a orientação dos axônios em crescimento em direção às regiões apropriadas da substância cinzenta. Os dados de outros experimentos são consistentes com esta hipótese. Por exemplo, as projeções rostrocaudais de axônios em regeneração com tratamento com NT3 e GDNF evitam a substância branca, ao invés de projetar rostrocaudalmente na substância cinzenta, onde a influência dessas proteínas é menos significativa (15, 16). Assim, a presença de mielina intacta em pontos de tempo iniciais após a lesão de DR pode agir em conjunto com outras pistas de orientação na medula para permitir uma pequena janela de oportunidade para os axônios se regenerarem antes que a inibição seja aumentada por detritos de mielina e uma cicatriz glial se desenvolva.

Surge a questão de por que a regeneração sensorial promovida pelo tratamento sistêmico com TARV é mais específica do que aquela promovida por outros fatores neurotróficos. Uma possibilidade é que os outros fatores tenham sido testados por infusão no líquido cefalorraquidiano (15–17) ou por infecção viral diretamente na medula espinhal (19, 20). Os efeitos neurotrópicos diretos desses fatores neurotróficos na medula espinhal podem sobrepujar as pistas moleculares que poderiam guiar os axônios em crescimento de volta às suas áreas-alvo originais na medula. Em contraste, descobrimos que a aplicação sistêmica de ART, seja injetada por via intradérmica, subcutânea ou nos nervos periféricos, resulta em níveis aumentados de ART no GRD, mas não na própria medula espinhal. O ART contém um sítio de ligação à heparina que possivelmente poderia mediar sua ligação à matriz extracelular dentro do DRG. A ligação da heparina é um requisito para a ativação ideal do GFRα3 (21). Assim, o posicionamento estável do ART próximo a esses receptores pode maximizar as interações, especialmente nos neurônios maiores que não expressam altos níveis de GFRα3. Portanto, a ART sistêmica seria capaz de regular os programas de crescimento diretamente nos neurônios sensoriais dentro do DRG, sem interferir com as dicas de orientação no cordão. Se essa hipótese fosse correta, poderia motivar uma mudança nas estratégias de promoção da regeneração do SNC. Em vez de tentar superar o ambiente inibitório dentro da área de regeneração dos axônios, tratamentos eficazes devem ser desenvolvidos para estimular programas de crescimento em corpos celulares neuronais. Experimentos recentes demonstrando crescimento robusto de axônios via estimulação da via mTOR em células ganglionares da retina e de Arg1 em neurônios sensoriais sugerem que essas abordagens podem ser bem-sucedidas (22, 23), embora a especificidade da regeneração que elas promovem permaneça desconhecida.

Até onde sabemos, nenhum outro agente ou programa de tratamento demonstrou promover a regeneração topograficamente específica de axônios no SNC de mamíferos adultos após lesão por DR. Nossos resultados sugerem que pistas moleculares capazes de direcionar o crescimento de axônios sensoriais em regeneração para seus alvos estão presentes na medula espinhal de mamíferos adultos. O tratamento com artemina pode, portanto, permitir a restauração funcional de estímulos sensoriais específicos para a medula espinhal após lesão do plexo braquial. Uma implicação mais geral de nossos achados é que outras pistas de orientação dentro da substância cinzenta também podem estar disponíveis para orientar a regeneração de outras classes de axônios espinhais, como aqueles danificados em lesões de contusão. Embora seja improvável que artemina promova a regeneração desses axônios, que não expressam receptores arteminos conhecidos, pode ser possível desenvolver estratégias generalizadas para promover a regeneração específica desses axônios, mantendo intactas as influências inibitórias na medula espinhal que podem orientar o direcionamento apropriado de axônios regenerados.


Métodos e Materiais

This study protocol was approved by the Stanford University Administrative Panel on Laboratory Animal Care.

Dorsal Root Isolation

Adult male Sprague-Dawley rats (weight 200–350 g, n = 23) were anesthetized using 1–2% enflurane and 70% N 2 O in oxygen. After induction, the trachea was exposed, cannulated, and connected to a semiclosed circle anesthesia circuit for continued maintenance of anesthesia. End-tidal carbon dioxide and respiratory rates were continuously monitored. With a surgical microscope, a laminectomy extending from the T12 thoracic vertebra to the L6 lumbar vertebra followed by a long dural incision was used to expose the dorsal surface of the spinal cord and the dorsal roots. Individual lumbar dorsal roots were dissected from adjacent roots and cut proximally near their point of entry into the spinal cord and distally near their exit from the spinal canal. Each isolated root was transferred immediately to an artificial cerebrospinal fluid (aCSF) solution with the following composition (mM): NaCL 123, KCl 5, CaCl 2 2, MgSO 4 1.3, NaHCO 3 26, NaH 2 PO 4 1.2, and glucose 10, bubbled continuously with 95% O 2 /5% CO sub 2. As measured in the perfusion chamber at 37 degrees C +/-0.3 degree C, aCSF pH was in the range of 7.35–7.40 and P CO 2 was 35–40 mmHg.

Stimulation and Recording

Each root was placed in a Teflon perfusion chamber (internal volume 1.5 ml) for stimulation and recording Figure 1. The ends of each root were trimmed, and the perineurium was left intact. The proximal end of the root (2–3 mm) was led through a slotted partition into a recording compartment, while a suction-type stimulating electrode was attached to the distal end within the perfusion chamber. The slot in the partition was sealed with silicone-based vacuum grease, and the aCSF in that compartment was covered with mineral oil. Using standard single-fiber microdissection techniques, the proximal end of the root was progressively divided into small fascicles, each typically containing one to three electrophysiologically distinguishable axons. Action potentials were recorded using chlorided silver wire electrodes.

Figure 1. The recording and perfusion chamber arrangement. ACSF in = artificial cerebrospinal fluid inlet AMP = preamplifier and amplifier/signal conditioning circuits connected to an oscilloscope and computer data acquisition system Stim. = isolated constant voltage nerve stimulator Temp. control = automated temperature controller and monitor.

Figure 1. The recording and perfusion chamber arrangement. ACSF in = artificial cerebrospinal fluid inlet AMP = preamplifier and amplifier/signal conditioning circuits connected to an oscilloscope and computer data acquisition system Stim. = isolated constant voltage nerve stimulator Temp. control = automated temperature controller and monitor.

Supramaximal (1.5 x threshold) constant voltage stimuli (0.2 ms in duration at 0.3 Hz) were delivered to the intact distal end of the isolated root while single-fiber action potentials in a proximal fascicle were amplified, displayed on a digital storage oscilloscope, and recorded for computer analysis (Figure 2). The stimulus parameters were selected to minimize activity-dependent changes in axon properties. The length of the root from the tip of the stimulating electrode to the recording electrode was measured to calculate conduction velocity from single axon conduction latency measurements. Latencies were measured with an adjusted resolution ranging from 0.1 micro second for the shortest latencies to 5 micro second for the longest. The length of the root exposed to the perfusate was measured between the tip of the stimulating electrode and the partition separating the recording and perfusion compartments (average length+/-SD 19+/-3.8 mm).

Figure 2. An example of single-fiber action potentials recorded simultaneously in two unmyelinated dorsal root axons (conduction velocities 0.72 and 0.37 m/s). The stimulus artifact followed by a compound action potential can be seen at the beginning (left side) of the trace. Time and voltage calibrations are shown in the figure.

Figure 2. An example of single-fiber action potentials recorded simultaneously in two unmyelinated dorsal root axons (conduction velocities 0.72 and 0.37 m/s). The stimulus artifact followed by a compound action potential can be seen at the beginning (left side) of the trace. Time and voltage calibrations are shown in the figure.

The exposed portion of the root was continuously superfused with aCSF at 37 degrees+/-0.3 degree C and a flow rate of approximately 8 ml/min. In pilot experiments, single axon recordings in this preparation were stable (< 5% change in conduction velocity or action potential amplitude) for as long as 6 h.

Drug Exposure Protocol

Each single fiber preparation was tested for stability under control conditions for 15–30 min. After control measurements, the aCSF perfusate was switched to one containing a low concentration of lidocaine (150 or 260 micro Meter Astra, Westboro, MA), selected from pilot study data to be at or below the EC 50 level. Latency was measured at 1-min intervals until the unit failed or for at least 15 min to ensure steady-state conditions. Maximum conduction velocity slowing typically occurred within 5–10 min of lidocaine exposure. Axons unblocked at the lowest concentration of lidocaine were tested at higher lidocaine concentrations (e.g., 260 then 540 micro Meter) for additional 15-min intervals. Each dorsal root was exposed to this sequence of lidocaine concentrations only once. Data were accepted from those axons demonstrating complete recovery (latency and amplitude within 5% of control values) after return to control aCSF.

Vagus Nerve Experiments

In a separate series of experiments, cervical portions of vagus nerves were removed from 14 adult male rats using the anesthetic technique previously described (see methods, dorsal root isolation). Similarly, in vitro perfusion, stimulation, single-fiber recording, and drug exposure were accomplished in the manner previously described for the dorsal root experiments.

The vagus nerve was selected because of the availability of comparable data in other species and because it has been used in most previous single fiber and whole nerve studies.

Data Analysis and Statistics

Fisher's exact test was used to determine the statistical significance of differences in the incidence of conduction block between dorsal root and vagal axons, between myelinated (CV > 3 m/s) and unmyelinated (CV < 1.4 m/s) axons, and between long (> 20 mm) and short (< 15 mm) exposure lengths. Multiple comparisons were evaluated using analysis of variance and Bonferroni's t test. Estimates of EC 50 were calculated from a least-squares fit to a sigmoid function bounded by 0% and 100%. EC 50 95% confidence intervals were estimated from this model.


PATHOBIOLOGY OF NONMYELINATING SCHWANN CELLS

Schwann Cell Response to Wallerian Demyelination

Transection of a nerve fiber initiates Wallerian degeneration of the distal stump (see Jessen and Mirsky, this issue). The mechanisms of axonal degeneration are intrinsic to the axon, and not dependent on other cell types (Glass et al., 1993 ). However, axotomy sets in motion a series of responses in the Schwann cells of the injured fibers as well as in some of the Schwann cells of neighboring fibers. These responses differ between myelinating and nonmyelinating fibers both are discussed here because the loss of the axon converts each previously myelinating Schwann cells into an NMSC at least until regeneration of a “myelinatable” axon into that Schwann cell occurs and new myelination supervenes.

Responses of Myelinating Schwann Cells

After axonal transection, the axons in the distal stump pass through a latent period during which they appear relatively normal and conduct effectively, when locally stimulated. This latent period is abruptly terminated by conversion of the axoplasm to granular amorphous debris, probably as a consequence of increased calcium entry and release from intra-axonal stores. As the axon disappears, the myelin sheath undergoes longitudinal segmentation into the characteristic ovoids. Viewed in transverse section, the sheath begins to collapse and fold inward. With time the individual myelin ovoids shorten.

By the second day after transection (in the rat), the process of Schwann cell proliferation commences (Bradley and Asbury, 1970 Clemence et al., 1989 Oaklander et al., 1987 Pellegrino et al., 1986 Weinberg and Spencer, 1975 ). The nucleus of the now-denervated myelin-bearing Schwann cell comes to lie in approximate center of the fiber, as viewed both longitudinally and transversely. This reflects the fact that the myelin sheath is first interrupted in this central region of the old internode, forming two ovoids, one on either side of the Schwann cell nucleus. The first Schwann cell division results in two daughter cells one peripheral to the other (Stoll et al., 1989 ). Over the next few days, these daughter Schwann cells continue to divide. Schwann cells in Schwann cells peaks on Days 3–4 in the rat and the mouse. The total number of divisions, and thus the number of daughter Schwann cells, appears to be influenced by the original internodal distance, so that longer internodes have more daughters. The daughter Schwann cells remain within the basal lamina of the original fiber (Stoll et al., 1989 ) this contrasts with their behavior following demyelination, as described below. The resulting longitudinal chain of Schwann cells within the basal lamina forms the classical Bungner band. This arrangement appears particularly favorable to the support of regenerating sprouts (Taniuchi et al., 1988 ).

Responses of Schwann Cells of Motor Nerve Terminals

Terminal SCs, like their counterparts within nerves, undergo marked changes in response to damage to their axons. As within the peripheral nerves, there is a latent period following nerve section. In the case of NMJs, this latency is directly dependent upon the distance between the nerve lesion and the motor endplate (Miledi and Slater, 1970 ). In most cases, transmission across the synapse ceases with 24 h (Miledi and Slater, 1968 ), after which the nerve terminal begins to show frank signs of Wallerian degeneration, including mitochondrial changes. Electron microscopy shows that SC processes begin to invade the synaptic cleft, separating the nerve terminal from the muscle fiber the SCs at the junction participate in the removal of the axon debris by phagocytosis (Miledi and Slater, 1970 ). In contrast to the reports for NMSCs along the nerve, proliferation does not seem to be an early feature of the response of tSCs, and the cell number does not begin to change appreciably until the return of the nerve (Love and Thompson, 1998 ), implying that the major impetus for mitosis in these cells comes from an axonal mitogen, namely NRG. However, Hess et al. ( 2007 ) suggest a role for muscle NT3 in determining tSC number. Schwann cells move to occupy the terminal gutters of the endplate and appose the acetylcholine receptors there (Letinsky et al., 1976 Miledi and Slater, 1970 ). However, with increasing time after denervation, the occupancy of the synaptic site by these SC processes declines. In the frog, the tSCs at denervated endplates come to release quanta of acetylcholine that produce potential fluctuations in the muscle fibers that resemble the miniature endplate potentials (MEPPs) in innervated muscle (Birks et al., 1960b ). Katz and colleagues found this phenomenon when they denervated muscles in attempt to show that MEPPs were generated by acetylcholine released from the nerve terminal. They found that the MEPPs did disappear, but then reappeared days later as the SCs began to release quanta of acetylcholine. A similar phenomenon is seen only rarely at NMJs in mammals, apparently because, in contrast to the frog, the SCs remain in “synaptic” apposition to the denervated endplate for only a short period of time (Miledi and Slater, 1968 ). It is interesting to note that mammalian SCs exposed to muscle-conditioned medium come to express choline acetyltransferase, a synthetic enzyme for acetylcholine (Brockes et al., 1979 ).

Surprisingly, we still have meager information about the changes in gene expression that occur in tSCs following denervation. One would like to know to what extent the tSCs of the nerve resemble those of the NMSCs of the peripheral nerves both before and after denervation. One of the most robust immunological markers of the “reactive” state of tSCs is the intermediate filament protein nestin (Kang et al., 2007 ), which is upregulated within 1–2 days of denervation, even as the most commonly used immunological marker for SCs, S100B, declines in expression (Perez and Moore, 1968 ). Reactive tSCs upregulate the low affinity nerve growth factor receptor (p75) (Reynolds and Woolf, 1992 ). Most likely, if the cells are like those along the nerve, they also upregulate expression of NRG and NRG receptors (Carroll et al., 1997 ). Indeed, aspects of the reactive state of tSCs are induced in these cells by extrinsic application of NRG or by induction with tSCs of transgenic expression of a constitutively active NRG receptor (Hayworth et al., 2006 Heuser and Reese, 1973 Trachtenberg and Thompson, 1997 ), suggesting that autocrine signaling induced by loss of nerve contact may play a role in the responses of these cells.

One of the most remarkable responses of tSCs to denervation, a response first described by Reynolds and Woolf ( 1992 ), although alluded to in earlier reports (Letinsky et al., 1976 ), is the profusion of processes of these cells from the denervated endplate. These processes grow steadily with time and are quite dynamic (Kang et al., 2007 ) some of these processes can reach lengths of up to 800 μm. This process growth occurs in concert with the expression by the cells of the protein GAP-43 (Mehta et al., 1993 ). These processes are then retracted upon reinnervation of endplates by their motor axons (Reynolds and Woolf, 1992 Son and Thompson, 1995a ). Actually, this growth response is probably not fundamentally different from those of many SCs in the peripheral nerves: these SCs in the nerve extend processes from the cut ends of nerves (Reynolds and Woolf, 1992 Son and Thompson, 1995a ), and most likely extend processes up and down the endoneurial sheaths within the nerves (Cook and Bishop, 2004 ). These processes have been shown to act as a substrate for the extension of regenerating and of sprouting axons (Son and Thompson, 1995a , b ). Gutmann and Young ( 1944 ) extended earlier studies of Cajal and his students and furnished a rather complete study of the reinnervation of muscle fibers in mammals. They showed that regenerating axons commonly overshoot the sites of their former synaptic contacts, often extending axons (they called them “escaped fibers”) to innervate adjacent muscle fibers. This phenomenon of escaped fibers is explained by the pathways laid down by the growth of the tSCs during the period of denervation. Since the tSCs processes often grow to link adjacent endplates in the denervated muscle (or form these links during the early stages of reinnervation, see Love et al., 2003 ), a regenerating axon returning to one endplate has a preformed pathway to regenerate and reinnervate adjacent endplates. This kind of growth explains why motor axons change the distribution of the fibers they innervate upon regeneration (see Karpati and Engel, 1968 ). Following simple nerve damage, such as a nerve crush, axons commonly regenerate by growing quickly down their endoneurial tubes and return to the endplates to which these tubes guide them (see Nguyen et al., 2002 ). However, following more severe damage, such as a nerve cut, the axons likely cross the lesion site asynchronously, grow down these tubes, and arrive within muscle regions which have few other axons. In such cases, growth of escaped fibers provides each successful axon a means of reinnervating as many muscle fibers as possible. A similar phenomenon also occurs after damage to only a portion of the nerve supply to a muscle. Such “partial denervation” leads to a mixture of denervated and innervated fibers in the muscle. The response to this is “sprouting” of the remaining axons (Brown et al., 1981 ). This sprouting is also elicited by growth of processes of tSCs that occurs from the denervated endplates (Son and Thompson, 1995a ) (see Fig. 3). Thus, this “reactive” property of tSCs provides for restoring as much innervation as possible to denervated muscles as quickly as possible. A similar reinnervation-promoting role of the extension of processes occurs at sites of nerve damage (Son and Thompson, 1995b ).

Processes extended by terminal SCs guide the growth of nerve sprouts between endplates on adjacent muscle fibers. The rat soleus muscle shown here was partially denervated 3 days before these images were made. Two immunostains were applied. Panel A: The stain for neurofilament. Panel B: The stain for nestin, an intermediate filament protein that is not expressed in tSCs at innervated junctions but is expressed by them upon denervation, that is, when they become “reactive” and extend processes. Panel C is a merged image of A and B. Two endplates are present and are labeled 1 and 2 in each panel. Panel A shows that endplate 1 is innervated by an axon (arrow) that enters from below. There is no nestin label associated with this axon or with most of the junction. However, the SCs above endplate 2 are labeled by nestin, suggesting it was denervated the absence of an axon stained with neurofilament in the SCs in the old endoneurial sheath (arrowhead in panel B) also reactive and labeled with nestin confirms this denervation. However, endplate 2 has been innervated by a sprout (double arrowhead in A) that has grown from endplate 1 to endplate 2. This sprout is associated with a process that itself is nestin immunoreactive and therefore derived from the tSCs on endplate 2. Thus, the sprout appears to have grown from endplate 1 to endplate 2 by following SC processes that have grown from endplate 2. Modified from Son and Thompson ( 1995a ). Scale Bar 10 μm.

Are SCs actually required to guide this kind of nerve growth? Two sets of observations suggest that they may be. In neonatal animals, tSCs frequently undergo apoptosis in response to denervation (see above and Trachtenberg and Thompson, 1996 ). As this would be expected to remove the source of the SC processes in the muscle, one would expect a reduction in the ability of neurons in these animals to sprout, and such is in fact reported (Lubischer and Thompson, 1999 ). Also interesting is the observation that the SCs within the endoneurial tubes distal to the site of nerve lesion begin to disappear if reinnervation is delayed and such delays in reinnervation lead to much poorer regeneration (Sulaiman and Gordon, 2000 ).

tSCs occupy a precarious position at the nerve terminal. They apparently adhere to the nerve terminal very tightly, yet unlike their NMSCs in the nerve, they do not completely wrap the nerve terminals: the synaptic side of the terminal is apposed to the muscle fiber rather than to SCs. If tSCs penetrated into the space between the nerve and the muscle fibers and wrapped the terminals as NMSCs do axons in the nerve, then the result would be failure of neuromuscular transmission. Somehow, the tSCs must be excluded from the synaptic cleft. One obvious way to accomplish this would be for the nerve terminal to have a greater adhesion for the muscle fiber than the SC. Another means would be to repel the SCs from the synaptic cleft. Sanes and his collaborators have found evidence for the latter mechanism. Laminin β-2 is a specialized component of the so-called “synaptic basal lamina”—the basal lamina between the muscle fiber and nerve terminal (Sanes et al., 1990 ). This laminin-β-2 is absent from the basal lamina that surrounds the SCs yet connects to the synaptic basal lamina at the edges of the NMJ. Genetic deletion of laminin β-2 results in animals that have a progressively weaker neuromuscular synaptic transmission (Noakes et al., 1995 ). This weakness is correlated with a progressive intrusion of SCs into the synaptic cleft (Miner et al., 2006 Patton et al., 1998 ). Tissue culture substrates coated with laminin-β-2 are nonadherent for SCs and their processes (Patton et al., 1998 ). This presents a rather compelling picture of how the distribution of SC processes is regulated at the junction. However, the role of laminin-β-2 is likely to be more complicated as it has recently been shown to be important in the alignment of presynaptic active zones with the tips of the postsynaptic folds and their high density of acetylcholine receptors (Nishimune et al., 2004 ), and the failure of this alignment may generate neuromuscular weakness that then indirectly leads to SC intrusion.

Although tSCs are reported to penetrate the synaptic cleft after denervation (see above) and after damage to muscle fibers (Jirmanova, 1975 ), they may also play a role in neuromuscular pathology. Human patients with myasthenia gravis can be treated with anticholinesterases in attempt to increase the transmission at damaged NMJs by slowing the breakdown of acetylcholine released from the nerve terminal. Such patients often present muscle biopsies that show evidence of Schwann cell intrusion between nerve terminals and muscle fibers. Similar intrusion of SC processes is seen in experimental animals treated with anticholinesterases (Engel et al., 1973 ). Interestingly, Feng et al. ( 1999 ) have shown that a genetic deletion of a collagen isoform in mouse results in the lack of acetylcholinesterase at their junctions. Although the early response to this deletion is damage to the muscle fiber at synapses, presumably from the excess of neurotransmitter, with time these animals recover at least partially and the recovery is characterized by the extension of tSC processes into the synaptic clefts of the NMJs. This intrusion appears to compensate for the loss of cholinesterase by reducing the area of synaptic apposition between nerve terminal and muscle fibers. These observations suggest that SCs may monitor synaptic transmission between the nerve terminal and muscle fiber and, at least in extreme circumstances, make adjustments in the area of contact.

Responses of Remak Schwann Cells

Remak Schwann cells respond to denervation by entering the cell cycle in a fashion analogous to that of myelinated fibers. Intriguingly, they also proliferate in response to degeneration of neighboring myelinated fibers (Murinson and Griffin, 2004 ). This was shown by an experiment in which L5 ventral root, which contains very few unmyelinated fibers, was transected. As a result, the axons that underwent Wallerian degeneration in the sciatic nerve were restricted to a group of myelinated motor fibers. By Day 3 after the ventral root transection, the Schwann cells of the degenerating motor fibers had entered the cell cycle, as expected from the foregoing. However, the number of their Schwann cells incorporating 3 H-thymidine was greatly exceeded by the number of Remak Schwann cells entering the cell cycle. Because almost no unmyelinated axons were injured yet their Schwann cells proliferated abundantly, this observation raises the possibility that a diffusible Schwann cell mitogen is released into the endoneurial space when myelinated fibers degenerate. In contrast to Remak Schwann cells, the myelin-maintaining Schwann cells ensheathing uninjured axons never entered the cell cycle in this model (Murinson and Griffin, 2004 ).

Growth Factor Production by Denervated Schwann Cells

In the early stages after axotomy, the denervated Schwann cells produce increased amounts of growth factors. Recent data have shown that different Schwann cell populations produce different growth factors (Murinson et al., 2005a ). For example, after transection of the ventral root the myelinated motor fibers produce pleotrophin and GDNF, but not members of the neurotrophin family, such as NGF or BDNF. In contrast, denervated dorsal root fibers produce NGF, BDNF, NT3, and GDNF but no pleotrophin. Surprisingly, these patterns were at least partly maintained in transplantation studies. In these models, reinnervation of Schwann cells from sensory nerves were reinnervated by motor axons, and the converse. For example, sensory nerve grafts were placed into the transected femoral motor nerve and the motor axons allowed to regenerate through the graft. The motor branch was then transected above the graft. The Schwann cells degenerating within the graft—Schwann cells which had originally ensheathed sensory fibers but more recently had ensheathed motor axons—expressed a predominantly “sensory pattern” of growth factors when denervated. When the converse experiment, transplanting ventral roots into the femoral sensory system, was done, transection of the sensory nerve resulted in a predominantly “motor” pattern of growth factor expression within the graft (Hoke et al., 2006 ).

Death of Denervated Schwann Cells

Denervated Schwann cells develop heterochromatic chromatin and atrophic cell processes, undergo apoptosis, and die, leaving only a serpentine basal lamina as an indicator of their earlier presence. After a few months, this basal lamina fragments and disappears. This sequence has been extensively documented in neonatal rodent nerves, in which Schwann cells undergo prompt apoptotic death in the nerve distal to axotomy (Grinspan et al., 1996 ). Some reports suggest that no comparable death occurs in older animals (Grinspan et al., 1996 ). Other reports document extensive Schwann cell death and loss after prolonged denervation in the adult animals. The factors responsible for the differences in these data sets and the resulting conclusions include differences in timing and the expression of autocrine survival factors (Meier et al., 1999 ). In neonatal animals denervated Schwann cells can die within 3 days of denervation, and they are largely gone within 1 month (Ebenezer et al., 2007 Grinspan et al., 1996 Trachtenberg and Thompson, 1996 ). In adults Schwann cell death occurs much later, usually after several months. Studies of adult animals that followed Schwann cells for only a few after axotomy found little death, whereas studies in rodents and in man that extended for several months of denervation (Ebenezer et al., 2007 Pellegrino et al., 1986 Sulaiman et al., 2002 ) identified extensive Schwann cell loss.

Schwann cell expression of p75 is upregulated in denervated Schwann cells and falls with time after axotomy. Signaling through p75 has been shown to mediate Schwann cell death in cultured Schwann cells, and presumptive evidence suggests that NGF might trigger death of denervated Schwann cells (Ferri and Bisby, 1999 Petratos et al., 2003 Syroid et al., 2000 ). If p75-dependent mechanism is important in the death of denervated Schwann cells, then other p75 ligands must be capable of initiating the death process in Schwann cells. This conclusion is based on the fact that Schwann cells in transected ventral roots and motor fibers, in which NGF production is scanty, are lost as rapidly as those in transected dorsal roots. Survival of noninnervated Schwann cells can be prolonged by neurotrophin-3 and insulin-like growth factor (Meier et al., 1999 ).

Schwann Cell Responses in Demyelination

The causes of demyelination include immune-mediated, inflammatory heritable, and toxic etiologies, but many of the Schwann cell responses are shared (see Scherer and Wrabetz, this issue). A fundamental response is proliferation of Schwann cells. The Schwann cells of demyelinating fibers divide to form redundant nonmyelinating daughter cells along the demyelinated internode. The perikayal region of the parent Schwann cell can enter S phase at a time when the myelin looks relatively undamaged (Stoll et al., 1989 ), but entering S phase appears to represent a commitment to subsequent demyelination. This conclusion came from experiments that use local application to rat sciatic nerves of lysolecithin, to produce focal demyelination of the underlying internodes. Pulsed 3 H-thymidine was taken up by the Schwann cell nuclei of myelinated internodes in the first days after application, occasionally at a stage when only mild myelin vesiculation was present (Griffin et al., 1990 ). However, 2 weeks after administration of the marker there were no labeled nuclei within myelinated internodes. Rather, by Day 5–7 all of the labeled myelin-forming Schwann cells “amputated” their myelin sheaths. The anucleate Schwann cell fragments and myelin remnants shed by this amputation were taken up by macrophages. Interestingly, application of the Schwann cell mitogen neuregulin I Type III to myelinating cultures can produce demyelination (Harrisingh et al., 2004 Zanazzi et al., 2001 ). Taken together, these data suggest that a myelinating Schwann cell that is “driven” to enter the cell cycle is obligated to amputate its myelin sheath and demyelinate.

Demyelination of long internodes triggers several cycles of Schwann cell division. Some of the daughter Schwann cells leave the basal lamina formed by the original Schwann cell but remain overlying the demyelinated segment, often forming a circlet of Schwann cells around the fiber. Some of these daughter Schwann cells successfully ensheath segments of the demyelinated internode and form new short remyelinated internodes. With time, some of these new internodes can lengthen and “evict” neighboring short internodes. A pathological hallmark of remyelinated internodes is the presence of multiple short, thin myelin sheaths of irregular length. Demyelination also triggers proliferation of neighboring Remak Schwann cells (Griffin et al., 1987 ), in a fashion similar to that seen in Wallerian degneration (Murinson et al., 2005a ). The morphological sequence that some of these daughters of Remak Schwann cells can remyelinate nearby demyelinated internodes.

In disorders in which demyelination occurs once or twice and successful remyelination supervenes, the circlet of supernumerary Schwann cells around the old demyelinated segment die and disappear. In other disorders, particularly models characterized by recurrent demyelination and remyelination, the supernumerary Schwann cells remain and can become extensive, forming rings of Schwann cells that are termed onion bulbs. In short-term experimental models of demyelination, the Schwann cells forming onion bulbs are not innervated, but in heritable demyelinating neuropathies and occasionally in inflammatory nerve diseases they are found to ensheath unmyelinated axons. The origin of these axons is not resolved. They have been hypothesized to represent collateral sprouts arising during the period of demyelination. Alternatively, they could represent pre-existing Remak fibers in which the Schwann cells have been “attracted” by an unknown signal to migrate and overlie demyelinated segments.

This latter mechanism may sound implausible, but it has been suggested by observations on a model of paranodal demyelination produced by the neurotoxin 3, 3″-iminodipropionitrile (IDPN). Systemic administration of IDPN results in impaired neurofilament transport and the formation of large neurofilamentous axonal swellings beginning just beyond the initial segment and occupying the first several internodes (Griffin et al., 1987 ) (see Fig. 4). In rodents, large myelinated axons can double their perimeter within 3 days. The number of lamellae in the middle of the internode remains unchanged, but the myelin sheath attachment sites “slip” into the old internodes, so that the length of the internode is reduced. As a consequence the paranodes are demyelinated (see Fig. 4), but true segmental demyelination—demyelination of a whole internode—does not occur, and the myelin-forming internodal Schwann cells never enter the cell cycle. However, within the first few days the demyelinated paranodes come to be ensheathed by new Schwann cells. These cells go on to form new short intercalated internodes in the old paranode (Griffin et al., 1987 ). One source of these new Schwann cells appears to be neighboring unmyelinated fibers. These Remak Schwann cells enter the cell cycle as the paranodal demyelination develops (see Fig. 4). In addition, the perikayal region of the nearby Remak Schwann cells appear to migrate to the demyelinated paranode, “dragging” the axonal segments of the Remak fiber along with it. The paranodal remyelination in the IDPN model could reflect asymmetrical division of the Remak Schwann cell.

Effects on Schwann cells of the neurofilamentous axonal swelling produced by IDPN. This spinal motor neuron is undergoing paranodal demyelination as a consequence of the axonal enlargement (UMA) Nearby Remak Schwann cells enter S phase. The EM autoradiogram in (B) demonstrates silver grains, produced by 3 H-thymidine incorporation, over the nucleus of this Remak Schwann cell, in the ventral root of an IDPN-treated rat. No (C) a daughter Schwann cell (SC) has migrated to and ensheathed the old paranodal region of a swollen motor axon. The arrows identify the outermost myelin terminal loops of the adjacent internodes. B and C are modified from Griffin et al. ( 1987 ).

IDPN-induced paranodal demyelination also leads to short intercalated internodes in a nerve that has only myelinated motor fibers, the L5 ventral root of the rat (Griffin et al., 1987 ). This observation indicates that there must be source of new Schwann cells for repair in addition to Remak Schwann cells. The possibility of a population of Schwann cell precursors in adult nerves is largely unexplored.



Comentários:

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